معلومة

7.9: أخطاء في عدد الكروموسوم - علم الأحياء

7.9: أخطاء في عدد الكروموسوم - علم الأحياء



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

ما ستتعلم فعله: فحص الأنماط النووية وتحديد تأثيرات التغييرات المهمة في عدد الكروموسوم

لقد تعلمنا سابقًا كيف يمكن أن تؤدي الأخطاء في الانقسام الفتيلي إلى الإصابة بالسرطان. ما الذي يمكن أن ينتج عن الأخطاء في الانقسام الاختزالي؟ في هذه النتيجة ، سوف نتعلم ماذا يحدث عندما تحدث أخطاء في عدد الكروموسوم.

أهداف التعلم

  • تحديد النمط النووي ووصف استخداماته في علم الأحياء
  • حدد الأخطاء الشائعة التي يمكن أن تخلق نمطًا نوويًا غير طبيعي
  • تحديد المتلازمات التي تنتج عن تغير كبير في عدد الكروموسوم

الأنماط النووية

يشكل عزل الكروموسومات ومراقبتها المجهري أساس علم الوراثة الخلوية وهي الطريقة الأساسية التي يكتشف الأطباء من خلالها تشوهات الكروموسومات في البشر. أ النمط النووي هو عدد ومظهر الكروموسومات ، ويتضمن طولها ونمط النطاقات وموضع السنترومير. للحصول على عرض للنمط النووي للفرد ، يقوم علماء الخلايا بتصوير الكروموسومات ثم قص كل كروموسوم ولصقه في مخطط ، أو كاريوجرام، المعروف أيضًا باسم إيديوغرام (الشكل 1). إن أبسط استخدام للنمط النووي (أو صورته الكروية) هو تحديد أعداد الكروموسومات غير الطبيعية.

في نوع معين ، يمكن تحديد الكروموسومات من خلال عددها وحجمها وموضع السنترومير ونمط النطاقات. في النمط النووي البشري ، جسيمات جسمية أو "كروموسومات الجسم" (كل الكروموسومات غير الجنسية) يتم تنظيمها بشكل عام بترتيب تقريبي للحجم من الأكبر (كروموسوم 1) إلى الأصغر (كروموسوم 22). الكروموسومات X و Y ليستا جسمية. ومع ذلك ، فإن الكروموسوم 21 هو في الواقع أقصر من الكروموسوم 22. وقد تم اكتشاف هذا بعد تسمية متلازمة داون بالتثلث الصبغي 21 ، مما يعكس كيف ينتج هذا المرض عن امتلاك كروموسوم إضافي واحد 21 (إجمالي ثلاثة). لعدم الرغبة في تغيير اسم هذا المرض المهم ، احتفظ الكروموسوم 21 بترقيمه ، على الرغم من وصفه لأقصر مجموعة من الكروموسومات. يمكن تحديد "أذرع" الكروموسوم المنبثقة من أي من طرفي السنترومير على أنها قصيرة أو طويلة ، اعتمادًا على أطوالها النسبية. يتم اختصار الذراع القصيرة ص (لـ "صغير") ، في حين يتم اختصار الذراع الطويلة ف (لأنه يتبع "p" أبجديًا). يتم تقسيم كل ذراع بشكل إضافي ويشار إليها برقم. باستخدام نظام التسمية هذا ، يمكن وصف المواقع على الكروموسومات باستمرار في الأدبيات العلمية.

جربها

على الرغم من الإشارة إلى مندل على أنه "أبو علم الوراثة الحديث" ، إلا أنه أجرى تجاربه مع أي من الأدوات التي يستخدمها علماء الوراثة اليوم بشكل روتيني. إحدى هذه التقنيات الخلوية القوية هي التنميط النووي ، وهي طريقة يمكن من خلالها التعرف على السمات التي تتميز بالتشوهات الصبغية من خلية واحدة. لمراقبة النمط النووي للفرد ، يتم أولاً جمع خلايا الشخص (مثل خلايا الدم البيضاء) من عينة الدم أو الأنسجة الأخرى. في المختبر ، يتم تحفيز الخلايا المعزولة لبدء الانقسام النشط. ثم يتم تطبيق مادة كيميائية تسمى الكولشيسين على الخلايا لاحتجاز الكروموسومات المكثفة في الطور الطوري. ثم يتم تصنيع الخلايا لتنتفخ باستخدام محلول ناقص التوتر بحيث تتباعد الكروموسومات. أخيرًا ، يتم الاحتفاظ بالعينة في مثبت ويتم تطبيقها على شريحة.

يقوم عالم الوراثة بعد ذلك بتلطيخ الكروموسومات بأحد الأصباغ المتعددة لتصور أفضل لأنماط النطاقات المتميزة والقابلة للتكاثر لكل زوج كروموسوم. بعد التلوين ، يتم عرض الكروموسومات باستخدام مجهر المجال الساطع. اختيار البقعة الشائع هو بقعة جيمسا. ينتج عن تلطيخ Giemsa ما يقرب من 400-800 نطاق (من الحمض النووي الملفوف بإحكام والبروتينات المكثفة) مرتبة على طول جميع أزواج الكروموسوم الـ 23. يمكن لعالم الوراثة المتمرس تحديد كل فرقة. بالإضافة إلى أنماط النطاقات ، يتم تحديد الكروموسومات بشكل أكبر على أساس الحجم وموقع السنترومير. للحصول على التصوير الكلاسيكي للنمط النووي حيث يتم محاذاة أزواج الكروموسومات المتجانسة بالترتيب العددي من الأطول إلى الأقصر ، يحصل عالم الوراثة على صورة رقمية ، ويحدد كل كروموسوم ، ويرتب الكروموسومات يدويًا في هذا النمط (الشكل 1).

في أبسط صوره ، قد يكشف مخطط karyogram عن تشوهات وراثية يكون فيها الفرد لديه عدد كبير جدًا أو قليل جدًا من الكروموسومات لكل خلية. ومن الأمثلة على ذلك متلازمة داون ، والتي يتم تحديدها بواسطة نسخة ثالثة من الكروموسوم 21 ، ومتلازمة تيرنر ، والتي تتميز بوجود كروموسوم X واحد فقط في النساء بدلاً من الكروموسوم العاديين. يمكن لعلماء الوراثة أيضًا تحديد عمليات الحذف الكبيرة أو عمليات إدخال الحمض النووي. على سبيل المثال ، يتم تحديد متلازمة جاكوبسن - التي تتضمن سمات وجه مميزة بالإضافة إلى عيوب القلب والنزيف - من خلال حذف الكروموسوم 11. وأخيرًا ، يمكن للنمط النووي تحديد عمليات الانتقال ، والتي تحدث عندما تنكسر قطعة من المادة الوراثية من كروموسوم واحد وتعيد الالتصاق لكروموسوم آخر. تتورط الانتقالات في بعض أنواع السرطان ، بما في ذلك ابيضاض الدم النقوي المزمن.

خلال حياة مندل ، كان الميراث مفهومًا مجردًا لا يمكن الاستدلال عليه إلا من خلال أداء تقاطعات ومراقبة السمات التي يعبر عنها النسل. من خلال مراقبة مخطط karyogram ، يمكن لعلماء الوراثة اليوم تصور التركيب الكروموسومي للفرد لتأكيد أو توقع التشوهات الجينية في النسل ، حتى قبل الولادة.

الاضطرابات الشائعة

من بين جميع الاضطرابات الصبغية ، فإن التشوهات في عدد الكروموسومات هي الأكثر وضوحًا من خلال مخطط karyogram. تشمل اضطرابات عدد الكروموسومات تكرار أو فقدان الكروموسومات بأكملها ، بالإضافة إلى التغيرات في عدد المجموعات الكاملة من الكروموسومات. هم سبب عدم الانفصال، والذي يحدث عندما تفشل أزواج من الكروموسومات المتجانسة أو الكروماتيدات الشقيقة في الانفصال أثناء الانقسام الاختزالي. يمكن أن يتسبب المشبك غير المحاذي أو غير المكتمل ، أو خلل في جهاز المغزل الذي يسهل انتقال الكروموسوم ، في عدم الانفصال. يزداد خطر حدوث عدم الانفصال مع تقدم عمر الوالدين.

يمكن أن يحدث عدم الانفصال أثناء الانقسام الاختزالي الأول أو الثاني ، مع نتائج مختلفة (الشكل 2). إذا فشلت الكروموسومات المتجانسة في الانفصال أثناء الانقسام الاختزالي الأول ، فإن النتيجة تكون أمشجين يفتقران إلى ذلك الكروموسوم المحدد واثنين من الأمشاج مع نسختين من الكروموسوم. إذا فشلت الكروماتيدات الشقيقة في الانفصال أثناء الانقسام الاختزالي الثاني ، فإن النتيجة هي مشيج واحد يفتقر إلى ذلك الكروموسوم ، واثنين من الأمشاجات العادية مع نسخة واحدة من الكروموسوم ، ومشيج واحد مع نسختين من الكروموسوم.

سؤال الممارسة

أي من العبارات التالية حول عدم الانفصال صحيح؟

  1. ينتج عن عدم الارتباط فقط الأمشاج ذات الكروموسومات n + 1 أو n – 1.
  2. ينتج عدم الانفصال الذي يحدث أثناء الانقسام الاختزالي الثاني في 50 بالمائة من الأمشاج الطبيعية.
  3. ينتج عن عدم الانفصال أثناء الانقسام الاختزالي 1 أمشاج طبيعية بنسبة 50 في المائة.
  4. ينتج عدم الانفصال دائمًا أربعة أنواع مختلفة من الأمشاج.

[كشف الإجابة q = ”235653 ″]اظهر الاجابة[/ تكشف الجواب]
[hidden-answer a = ”235653 ″] الإجابة ب صحيحة. [/ hidden-answer]

اختلال الصيغة الصبغية

يتم استدعاء الفرد الذي لديه العدد المناسب من الكروموسومات لأنواعه euploid؛ في البشر ، يتوافق euploidy مع 22 زوجًا من الصبغيات الجسدية وزوج واحد من الكروموسومات الجنسية. يوصف الفرد الذي لديه خطأ في عدد الكروموسوم بأنه اختلال الصيغة الصبغية، وهو مصطلح يتضمن أحادي (فقدان كروموسوم واحد) أو التثلث الصبغي (اكتساب كروموسوم دخيل). تفقد ملقحات بشرية أحادية الذرة أي نسخة واحدة من جسيم جسدي تفشل دائمًا في التطور حتى الولادة لأنها تفتقر إلى الجينات الأساسية. هذا يؤكد أهمية "جرعة الجينات" في البشر. كما أن معظم حالات التثلث الصبغي الجسدية تفشل في النمو منذ الولادة ؛ ومع ذلك ، فإن ازدواج بعض الكروموسومات الأصغر (13 أو 15 أو 18 أو 21 أو 22) يمكن أن يؤدي إلى نسل يبقى على قيد الحياة لعدة أسابيع إلى سنوات عديدة. يعاني الأفراد Trisomic من نوع مختلف من عدم التوازن الجيني: زيادة في جرعة الجينات. يمكن للأفراد الذين لديهم كروموسوم إضافي تخليق وفرة من المنتجات الجينية المشفرة بواسطة هذا الكروموسوم. يمكن أن تؤدي هذه الجرعة الزائدة (150 بالمائة) من جينات معينة إلى عدد من التحديات الوظيفية وغالبًا ما تحول دون التطور. التثلث الصبغي الأكثر شيوعًا بين الولادات القابلة للحياة هو كروموسوم 21 ، والذي يتوافق مع متلازمة داون. يتميز الأفراد المصابون بهذا الاضطراب الوراثي بقصر القامة وتقزم الأصابع ، وتمييزات الوجه التي تشمل جمجمة عريضة ولسان كبير ، وتأخيرات كبيرة في النمو. الإصابة بمتلازمة داون مرتبطة بعمر الأم. من المرجح أن تحمل النساء الأكبر سنًا بأجنة تحمل النمط الجيني للتثلث الصبغي 21 (الشكل 3).

تعدد الصبغيات

يتم استدعاء الفرد الذي لديه أكثر من العدد الصحيح من مجموعات الكروموسوم (اثنان للأنواع ثنائية الصبغيات) متعدد الصيغ الصبغية. على سبيل المثال ، فإن إخصاب بويضة ثنائية الصبغيات غير طبيعية بحيوان منوي أحادي الصبغية من شأنه أن ينتج عنه زيجوت ثلاثي الصبغيات. تعد الحيوانات متعددة الصيغ الصبغية نادرة للغاية ، مع وجود أمثلة قليلة فقط بين الديدان المفلطحة والقشريات والبرمائيات والأسماك والسحالي. الحيوانات متعددة الصيغ الصبغية عقيمة لأن الانقسام الاختزالي لا يمكن أن يستمر بشكل طبيعي وبدلاً من ذلك ينتج في الغالب خلايا ابنة مختلة الصيغة الصبغية لا يمكنها إنتاج بيضات ملقحة قابلة للحياة. نادرًا ما يمكن للحيوانات متعددة الصيغ الصبغية التكاثر اللاجنسي عن طريق الصبغيات الفردية ، حيث تنقسم البويضة غير المخصبة بشكل انقسامي لإنتاج ذرية. على النقيض من ذلك ، فإن تعدد الصبغيات شائع جدًا في المملكة النباتية ، وتميل النباتات متعددة الصبغيات إلى أن تكون أكبر وأكثر قوة من euploids من نوعها (الشكل 4).

عدم ارتباط كروموسوم الجنس في البشر

يُظهر البشر تأثيرات ضارة كبيرة مع التثلث الصبغي الجسدي والوحيدات. لذلك ، قد يبدو من غير المنطقي أن الإناث والذكور يمكن أن يعملوا بشكل طبيعي ، على الرغم من أنهم يحملون أعدادًا مختلفة من الكروموسوم X. بدلاً من اكتساب أو فقدان الجسيمات الذاتية ، ترتبط الاختلافات في عدد الكروموسومات الجنسية بتأثيرات خفيفة نسبيًا. يحدث هذا جزئيًا بسبب عملية جزيئية تسمى X تعطيل. في وقت مبكر من التطور ، عندما تتكون أجنة الثدييات الأنثوية من بضعة آلاف من الخلايا (نسبة إلى تريليونات الأطفال حديثي الولادة) ، يتم تعطيل كروموسوم X واحد في كل خلية عن طريق التكثيف بإحكام في بنية هادئة (نائمة) تسمى جسم بار. تكون فرصة تعطيل كروموسوم X (مشتق من الأم أو الأب) في كل خلية عشوائية ، ولكن بمجرد حدوث التعطيل ، ستحتوي جميع الخلايا المشتقة من ذلك الشخص على نفس الكروموسوم X غير النشط أو جسم Barr. من خلال هذه العملية ، تعوض الإناث عن جرعتها الجينية المزدوجة من الكروموسوم X.

في ما يسمى بقطط "صدف السلحفاة" ، لوحظ تعطيل X الجنيني كتنوع في اللون (الشكل 5). سوف تعبر الإناث غير المتجانسة لجين لون الغلاف المرتبط بـ X عن لون من لونين مختلفين للغطاء على مناطق مختلفة من الجسم ، بما يتوافق مع أي كروموسوم X غير نشط في سلف الخلية الجنينية في تلك المنطقة.

الفرد الذي يحمل عددًا غير طبيعي من الكروموسومات X سوف يعطل جميع كروموسومات X باستثناء كروموسوم X واحد في كل خلية من خلاياه. ومع ذلك ، حتى الكروموسومات X المعطلة تستمر في التعبير عن عدد قليل من الجينات ، ويجب إعادة تنشيط الكروموسومات X من أجل النضج المناسب للمبايض الأنثوية. نتيجة لذلك ، ترتبط تشوهات الكروموسومات X عادةً بعيوب عقلية وجسدية خفيفة ، فضلاً عن العقم. إذا كان الكروموسوم X غائبًا تمامًا ، فلن ينمو الفرد في الرحم.

تم توصيف العديد من الأخطاء في عدد الكروموسومات الجنسية. الأفراد الذين لديهم ثلاثة كروموسومات X ، يطلق عليهم triplo-X ، هم من الإناث ظاهريًا ولكنهم يعبرون عن تأخر في النمو وانخفاض الخصوبة. يتوافق النمط الجيني XXY ، المقابل لنوع واحد من متلازمة كلاينفيلتر ، مع الأفراد الذكور الذين لديهم خصيتين صغيرتين وأثداء متضخمة ونقص شعر الجسم. توجد أنواع أكثر تعقيدًا من متلازمة كلاينفيلتر حيث يمتلك الفرد ما يصل إلى خمسة كروموسومات إكس. في جميع الأنواع ، يخضع كل كروموسوم X باستثناء واحد إلى تعطيل للتعويض عن الجرعة الوراثية الزائدة. يمكن رؤية هذا على أنه عدة أجسام بار في كل نواة خلية. متلازمة تيرنر ، التي تتميز بالنمط الجيني X0 (أي كروموسوم جنس واحد فقط) ، تتوافق مع أنثى نمط ظاهري ذات قامة قصيرة ، وجلد مكفوف في منطقة الرقبة ، وضعف السمع والقلب ، والعقم.

الازدواجية والحذف

بالإضافة إلى فقدان أو اكتساب كروموسوم كامل ، قد يتم تكرار أو فقد جزء الكروموسومات. غالبًا ما ينتج عن الازدواجية والحذف ذرية تبقى على قيد الحياة ولكنها تظهر تشوهات جسدية وعقلية. قد تندمج مقاطع الكروموسومات المضاعفة مع الكروموسومات الموجودة أو قد تكون حرة في النواة. Cri-du-chat (من الفرنسية لـ "cry of the cat") هي متلازمة مرتبطة بخلل في الجهاز العصبي وميزات جسدية يمكن تحديدها تنتج عن حذف معظم 5p (الذراع الصغيرة للكروموسوم 5) (الشكل 6) . يُصدر الأطفال الذين لديهم هذا النمط الجيني صرخة مميزة عالية النبرة يعتمد عليها اسم الاضطراب.

تأكد من فهمك

أجب عن السؤال (الأسئلة) أدناه لمعرفة مدى فهمك للموضوعات التي تم تناولها في القسم السابق. هذا الاختبار القصير يفعل ليس احتسب في درجتك في الفصل ، ويمكنك إعادة احتسابها لعدد غير محدود من المرات.

استخدم هذا الاختبار للتحقق من فهمك وتحديد ما إذا كنت تريد (1) دراسة القسم السابق بشكل أكبر أو (2) الانتقال إلى القسم التالي.


تجميع الجينات: تم تمكين تجميع الجينوم على مستوى الكروموسوم والنمط الفرداني من خلال التسلسل أحادي الخلية عالي الإنتاجية لجينومات الأمشاج

لا يزال توليد مجموعات جينومات متغايرة الزيجوت على مستوى الكروموسوم ، وحلها النمط الفرداني يمثل تحديًا. لمعالجة هذا الأمر ، قمنا بتطوير gamete binning ، وهي طريقة تعتمد على التسلسل أحادي الخلية للأمشاج أحادية الصيغة الصبغية مما يتيح فصل تسلسل الجينوم الكامل يقرأ في مجموعات قراءات خاصة بالنمط الفرداني. بعد تجميع قراءات كل نمط فرداني ، يتم سقالة contigs إلى مستوى الكروموسوم باستخدام خريطة جينية مشتقة من الأمشاج. نقوم بتجميع الجينومين لشجرة مشمش ثنائية الصبغة بناءً على تسلسل الجينوم الكامل لـ 445 حبة حبوب لقاح فردية. تتميز مجموعتا النمط الفرداني (N50: 25.5 و 25.8 ميجا بايت) بدقة تنميط فرداني تزيد عن 99٪ ويتم تثبيتها بدقة على مستوى الكروموسوم.


تحدث الانحرافات العددية بشكل عام بسبب فشل في انقسام الكروموسوم أثناء الانقسام الاختزالي الذي ينتج عنه خلايا مشيجية بها كروموسوم إضافي أو نقص في عدد الكروموسومات. يتضمن الاختلاف في عدد الكروموسوم

1) إضافة أو فقدان واحد أو أكثر من الكروموسومات (اختلال الصيغة الصبغية)

2) إضافة أو فقدان مجموعة واحدة أو أكثر من الكروموسومات أحادية الصيغة الصبغية (Euploidy)

1- اختلال الصيغة الصبغية (يوناني ، aneu = غير متساوٍ ، ploids = وحدات)

عندما يكتسب كائن حي واحدًا أو أكثر من الكروموسومات أو يفقده ، ولكن ليس مجموعة كاملة ، فإن هذه الحالة تسمى اختلال الصيغة الصبغية. إنه يؤدي إلى التباين في عدد الكروموسومات ولكنه لا يشمل المجموعة الكاملة من الكروموسومات. تحتوي نوى اختلال الصيغة الصبغية على كروموسومات لا يمثل عددها المضاعف الحقيقي للعدد الأساسي (ن).

أمثلة: هي متلازمة داون (التي تحتوي على 47 كروموسومًا بدلاً من 46) و متلازمة تيرنر (45 كروموسوم بدلا من 46). هنا عدد الكروموسومات في الفرد ليس مضاعفًا حقيقيًا للعدد الأساسي ن (ن = 23).

نوع اختلال الصيغة الصبغية

أنا. مونوسومي: ينتج عن فقدان كروموسوم واحد جزيء أحادي (2n-1) وتعرف الحالة باسم monosomy. مثاله متلازمة تيرنر (2n-1 = 45 كروموسوم في البشر)

ثانيا. التثلث الصبغي: ينتج عن اكتساب كروموسوم إضافي واحد ثلاثي الصبغي (2n + 1) وتسمى الحالة بالتثلث الصبغي. مثال

  • متلازمة داون (2n + 1 = 47 كروموسوم في البشر).
  • التثلث الصبغي 18 (متلازمة إدواردز) لديك نسخة إضافية من الكروموسوم 18
  • التثلث الصبغي 13 (متلازمة باتو) لديك نسخة إضافية من الكروموسوم 13
  • التثلث الصبغي 8 (متلازمة وركاني 2) لديك نسخة إضافية من الكروموسوم 8

ثالثا. تيتراسومي: ينتج عن اكتساب اثنين من الكروموسومات الإضافية أفراد رباعي (2n + 2) وتسمى الحالة Tetrasomy. الأمثلة

  • متلازمة XXXY (متلازمة كلاينفيلتر)
  • متلازمة XXXX (48 كروموسوم)
  • متلازمة XXYY (48 كروموسوم)

رابعا. الخماسي: يؤدي اكتساب ثلاثة كروموسومات إضافية إلى إنتاج أفراد خماسي (2n + 3) وتسمى الحالة Pentasomy.

متلازمة بنتا إكس: (49 ، XXXXX) ، الأنثى لديها خمسة كروموسومات X بدلاً من اثنين عاديين. العلامات هي الإعاقة الذهنية وقصر الطول وقلة توتر العضلات والتأخر في النمو.

V. Nullisomy: إنها حالة يتم فيها فقد زوج من الكروموسومات المتجانسة تمامًا. (2 ن -2). لن يعيش البشر المصابون بهذا الاضطراب.

مثال 2: تم صنع حوالي 21 نوعًا من الجسيمات الفارغة من الهيكسابلويد Triticum aestivum ، وهي تختلف في المظهر عن السداسيات السداسية الطبيعية وتكون أقل نشاطًا.

2- Euploidy (اليونانية ، ae = زوجي أو صحيح ، ploids = وحدات)

عندما تكون مجموعة واحدة أو أكثر من الكروموسومات كاملة العدد متورطة في الانحراف ، فإن الشذوذ الناتج يسمى Euploidy. إنه أكثر تحملاً في النباتات وليس الحيوانات. على سبيل المثال ، إذا كانت هناك خلية بشرية تحتوي على مجموعة إضافية من 23 كروموسومًا ، فستحتوي على Euploidy.

أنواع Euploidy

يشير Ploidy إلى عدد المجموعات المتجانسة من الكروموسومات في جينوم الخلية أو الكائن الحي. يتم تعيين كل مجموعة بواسطة n.

ط- أحادي الصيغة الصبغية:

أحادي الصيغة الصبغية: حالة وجود مجموعة واحدة من الكروموسومات تسمى أحادية الصبغيات ويتم تمثيلها بـ 1n. تسمى الخلية أو الكائن الذي يحتوي على مجموعة واحدة من الكروموسومات أحادي الصبغيات. يعتبر monoploidy مميتًا في الحيوانات ولكن في حالة الأنواع النباتية ، يمكن تحمل هذا بشكل أكبر.

في معظم أنواع الحيوانات ، قد يعني هذا الموت ولكن هناك عدد قليل من الأنواع الحيوانية حيث يكون monoploidy جزءًا طبيعيًا من دورة الحياة ، مثل ذكر الدبابير والنمل والنحل. النسل الذي نشأ من أحادي الصبغيات هو تلك التي نشأت من بيض غير مخصب.

ثانيا- تعدد الصبغيات:

تسمى الحالة التي تكتسب فيها الخلية أو الكائن الحي ثنائي الصبغة عادةً مجموعة أو أكثر من مجموعات الكروموسومات بتعدد الصبغيات. بعبارة أخرى ، تحتوي الخلية أو الكائن الحي متعدد الصيغ الصبغية على ثلاثة أضعاف أو أكثر من عدد الكروموسومات أحادية الصيغة الصبغية. ينشأ تعدد الصيغ الصبغية نتيجة لعدم الفصل الكلي للكروموسومات أثناء الانقسام أو الانقسام الاختزالي.

تعدد الصبغيات في النباتات:

تعد تعدد الصبغيات شائعة بين النباتات وكانت ، في الواقع ، مصدرًا مهمًا لانتواع كاسيات البذور. من المهم بشكل خاص تعدد الصبغيات ، والذي يتضمن ازدواجية الكروموسومات في نبات هجين.

عادةً ما يكون الهجين ثنائي الصبغة عقيمًا لأنه لا يحتوي على أزواج كروموسوم متجانسة ضرورية لتشكيل مشيج ناجح أثناء الانقسام الاختزالي. ومع ذلك ، في حالة تيترا polyploids ، يكرر النبات مجموعة الكروموسومات الموروثة من كل والد ، ويمكن أن يحدث الانقسام الاختزالي ، لأن كل كروموسوم سيكون له متماثل مشتق من مجموعته المكررة. وبالتالي ، فإن رباعي الصبغيات يمنح الخصوبة على الهجين المعقم سابقًا ، والذي يصل بالتالي إلى حالة الأنواع الكاملة المتميزة عن أي من الوالدين.

قُدر أن ما يصل إلى نصف أنواع كاسيات البذور المعروفة نشأت من خلال تعدد الصبغيات ، بما في ذلك بعض الأنواع الأكثر قيمة من قبل الإنسان. يستخدم مربو النباتات هذه العملية ، حيث يعالجون الهجينة المرغوبة بمواد كيميائية ، مثل الكولشيسين ، المعروف عنها أنها تحفز تعدد الصبغيات.

تعد الحيوانات متعددة الصيغ الصبغية أقل شيوعًا ، ويبدو أن للعملية تأثير ضئيل على انتواع الحيوانات.

ب- الانحرافات الهيكلية

تحدث هذه بسبب فقدان المادة الوراثية ، أو إعادة التنظيم في موقع المادة الجينية. وهي تشمل عمليات الحذف ، والازدواجية ، والانعكاسات ، وتشكيلات الحلقات ، وعمليات النقل.

تشمل عمليات إعادة الترتيب غير المتوازنة عمليات الحذف أو الازدواجية أو إدخال جزء من الكروموسومات. تشمل عمليات إعادة الترتيب المتوازنة مناطق الكروموسومات المقلوبة أو المنقولة. نظرًا لأن التكملة الكاملة لمواد الحمض النووي لا تزال موجودة ، يمكن أن تمر عمليات إعادة ترتيب الكروموسومات المتوازنة دون أن يلاحظها أحد لأنها قد لا تسبب المرض. 3

يمكن أن ينشأ المرض نتيجة لإعادة ترتيب متوازنة إذا حدثت فواصل في الكروموسومات في جين واحد ، مما أدى إلى فقدان البروتين أو عدم وظيفته ، أو إذا أدى اندماج الأجزاء الصبغية إلى هجين من جينين ، مما ينتج بروتينًا جديدًا المنتج الذي تكون وظيفته ضارة بالخلية. 3

أنواع الانحرافات الهيكلية للكروموسومات

أنواع الانحرافات الهيكلية

المحذوفات: جزء من الكروموسوم مفقود أو تمت إزالته. تشمل الاضطرابات المعروفة متلازمة وولف هيرشورن ، والتي تنتج عن الاستئصال الجزئي للذراع القصير من الكروموسوم 4 ومتلازمة جاكوبسن ، والتي تسمى أيضًا اضطراب الحذف النهائي 11q ، والتي تسببها الإزالة النهائية للكروموسوم 4. ف الذراع من الكروموسوم 11.

الازدواجية: يتم تكرار جزء من الكروموسوم ، مما ينتج عنه مادة وراثية إضافية. تشمل الاضطرابات المعروفة مرض شاركو ماري توث من النوع 1 أ، والذي يمكن أن يكون ناتجًا عن ازدواجية الجين المشفر لبروتين المايلين المحيطي 22 (PMP22) على الكروموسوم 17.

الترجمة: عندما يتم نقل جزء من الكروموسوم إلى كروموسوم آخر. هناك نوعان رئيسيان من الترجمة.

  • في نقل متبادل، تم تبادل مقاطع من اثنين من الكروموسومات المختلفة.
  • في روبرتسونيان إزفاء، صبغي واحد كامل قد انضم إلى كروموسوم آخر في السنترومير.هذه تحدث فقط مع الكروموسومات 13 و 14 و 15 و 21 و 22.

انعكاسات: تم كسر جزء من الكروموسوم ، مقلوبًا ، ثم أعيد ربطه ، وبالتالي فإن المادة الجينية مقلوبة.

المدخلات: تم حذف جزء من كروموسوم واحد من مكانه الطبيعي وإدخاله في كروموسوم آخر.

خواتم: يمكن أن تنتج الكروموسومات الحلقية عندما يخضع كروموسوم واحد لكسرين وتنصهر الأطراف المكسورة في كروموسوم دائري. يمكن أن يحدث هذا مع أو بدون فقدان المادة الوراثية.

Isochromosome: يمكن أن يتشكل isochromosome عندما تكون إحدى ذراعي الكروموسوم مفقودة وتضاعف الذراع المتبقية.

كيف تحدث الانحرافات أو الشذوذ الكروموسومات؟

يمكن أن تحدث تشوهات الكروموسومات كصدفة عندما تتكون البويضة أو الحيوانات المنوية أو خلال المراحل المبكرة من نمو الجنين. قد يلعب عمر الأم وبعض العوامل البيئية دورًا في حدوث الأخطاء الجينية.

تحدث معظم تشوهات الكروموسومات على شكل حادث في البويضة أو الحيوانات المنوية وبالتالي فهي غير موروثة. الشذوذ موجود في جميع خلايا الجسم ومع ذلك ، يمكن أن تحدث بعض التشوهات بعد الحمل ، مما يؤدي إلى الفسيفساء (حيث تكون بعض الخلايا بها خلل والبعض الآخر لا يحدث).

يمكن إجراء فحوصات واختبارات ما قبل الولادة لفحص كروموسومات الجنين والكشف عن بعض أنواع التشوهات الكروموسومية وليس كلها.


نتائج

وضع كروموسوم الطور البيني في الخلايا المتكاثرة وغير المتكاثرة

لتحديد الموقع النووي لكروموسومات معينة ، تم حصاد الخلايا الليفية الجلدية البشرية (HDFs) وتثبيتها من أجل التألق القياسي ثنائي الأبعاد فى الموقع التهجين (FISH). يتم عرض الصور التمثيلية لمناطق الكروموسوم في الخلايا المتكاثرة في الشكل 1 أ-د. خضعت الصور الرقمية لتحليل التآكل [4-6 ، 8 ، 9] ، حيث يتم تقسيم صور 4 '، 6-Diamidino-2-phenylindole (DAPI) - النوى المسطحة الملطخة إلى خمسة قذائف متحدة المركز من منطقة متساوية ، و يتم قياس شدة إشارة DAPI وإشارة المسبار في كل قذيفة. ثم يتم تطبيع إشارة الكروموسوم بتقسيمها على النسبة المئوية لإشارة DAPI. ثم يتم رسم البيانات الخاصة بكل كروموسوم كرسم بياني مع أشرطة الخطأ ، مع عرض المحور السيني الأصداف النووية من 1 إلى 5 ، مما يمثل المحيط النووي للداخل النووي ، على التوالي (الشكل 1e-h).

وضع الكروموسوم في تكاثر نوى الطور البيني. تعرضت الثقافات المتكاثرة للأرومات الليفية الجلدية البشرية (HDFs) إلى تألق ثنائي الأبعاد أو ثلاثي الأبعاد فى الموقع التهجين (FISH) لتحديد وتحليل الموقع النووي للكروموسومات 10 و 13 و 18 و X. في اللوحات (ميلادي)، يتم الكشف عن مناطق الكروموسوم باللون الأخضر مع منطقة كروموسوم واحدة للكروموسوم X ، لأن HDFs هي من الذكور في الأصل. تلطيخ الجسم المضاد الأحمر هو التوزيع النووي للعلامة التكاثرية المضادة لـ pKi-67 ، والتي يشير وجودها إلى وجود خلية في دورة الخلية التكاثرية. DAPI (4 '، 6-Diamidino-2-phenylindole) باللون الأزرق هي صبغة مقسمة للحمض النووي وتكشف عن الحمض النووي. شريط المقياس = 10 ميكرومتر. الرسوم البيانية في اللوحات (ه-ح) عرض توزيع إشارة الكروموسوم في 50 إلى 70 نواة لكل كروموسوم لـ 2D FISH ، كما تم تحليلها مع تحليل التآكل. يقسم هذا التحليل كل نواة إلى خمس قذائف متحدة المركز من مساحة متساوية ، مع كون القشرة 1 هي الغلاف المحيطي ، والصدفة 5 هي الغلاف الداخلي الأكثر [4-6 ، 9]. تم تقسيم النسبة المئوية لإشارة الكروموسوم المقاسة في كل غلاف على النسبة المئوية لإشارة DAPI في تلك القشرة. تمثل القضبان متوسط ​​النسبة الطبيعية (النسبة المئوية) لإشارة الكروموسوم لكل كروموسوم بشري. تمثل أشرطة الخطأ الخطأ المعياري للمتوسط ​​(SEM). اللوحات أنا و ي عرض إسقاطات ثلاثية الأبعاد لأقسام بصرية بحجم 0.2 ميكرومتر من خلال نوى محفوظة ثلاثية الأبعاد تخضع لـ 3D-FISH وتصويرها باستخدام الفحص المجهري للمسح بالليزر متحد البؤر. يتم عرض مناطق الكروموسوم باللون الأحمر ، كما تم اختيار الخلايا المتكاثرة باستخدام تلطيخ إيجابي مضاد لـ pKi-67 (لا يظهر في إعادة الإعمار). شريط المقياس = 10 ميكرومتر. الرسم البياني الخطي في اللوحة (ك) يعرض توزيع تردد الميكرومتر من المركز الهندسي لأراضي الكروموسوم إلى أقرب محيط نووي ، كما هو محدد بواسطة تلطيخ DAPI. تم تحليل صور لـ 20 نواة.

في الخلايا الليفية الشابة المتكاثرة ، يتم وضع الكروموسومات بين الطور بشكل غير عشوائي في نمط شعاعي داخل النوى [3]. في دراساتنا ثنائية الأبعاد ، وجدنا باستمرار كروموسومات فقيرة الجينات ، مثل الكروموسومات X ، و 13 ، و 18 ، الموجودة في المحيط النووي [5 ، 9] ، والتي تتناسب مع وجود نطاقات مرتبطة بالصفيحة أكثر من الكروموسومات التي تفتقر إلى الجينات ( انظر [46]). في هذه الدراسة ، قمنا بإعادة تلخيص موضع الكروموسوم بين الطور مع ثقافاتنا الحالية وأظهرنا أن هذه الكروموسومات موجودة في المحيط النووي في الخلايا الشابة المتكاثرة (الشكل 1 ب-د ، و ح). تم التعرف على الخلايا المتكاثرة داخل الثقافات الأولية باستخدام الواسم التكاثري ، anti-pKi-67 ، والذي يتم توزيعه في عدد من الأنماط المختلفة داخل تكاثر الخلايا الليفية البشرية [47]. يكون توزيعه نوويًا بشكل أساسي ويظهر باللون الأحمر (الشكل 1 أ-د). يوضح الشكل 1 أ و هـ الموقع النووي للكروموسوم 10 ، على عكس الكروموسومات 13 و 18 و X ، فهو موجود في موضع وسيط في تكاثر الخلايا الليفية. تم تأكيد مواضع الطور البيني النسبية للكروموسومات 10 و X في تحليلات 3D-FISH (الشكل 1i-k) ، حيث تم إصلاح HDFs للحفاظ على أبعادها الثلاثية بنسبة 4 ٪ لامتصاص العرق وتعرض لـ 3D-FISH [48]. تم أخذ القياسات بالميكرومتر من المركز الهندسي لأراضي الكروموسوم إلى أقرب محيط نووي ، كما هو محدد بواسطة تلطيخ DAPI ، في 20 نواة على الأقل. لم يتم تطبيع البيانات لقياسات الحجم ، بحيث يمكن رؤية القياسات الفعلية بالميكرومتر. ومع ذلك ، تم تطبيع جميع البيانات من خلال قياس الحجم ، وهذا لا يغير الوضع النسبي للكروموسومات.

لدينا أدلة من الدراسات السابقة على أن الكروموسومات مثل الكروموسومات 13 [9] و 18 [5 ، 9] تغير موقعها النووي عندما تخرج الأرومات الليفية الأولية من دورة الخلية التكاثرية وأن الكروموسوم X يبقى في المحيط النووي [9]. ومع ذلك ، هذا ليس سوى اثنين من الكروموسومات من 24 ، وبالتالي لتحديد أي من الكروموسومات الأخرى تتغير بعد خروج دورة الخلية في السكون (G0) ، التي تم الحصول عليها من خلال إزالة المصل ، وضعنا جميع الكروموسومات البشرية في G0 الخلايا (الشكلان 2 و 3).

وضع الكروموسوم في نوى الطور البيني الهادئة. عرض الصور التمثيلية النوى المعدة للفلورة فى الموقع التهجين (2D-FISH) ، مع مجسات طلاء كروموسوم كامل (أخضر) ، والحمض النووي النووي يتعارض مع 4 '، 6-diamidino-2-phenylindole (دابي) (أزرق). تعرضت الخلايا للتألق المناعي غير المباشر مع الأجسام المضادة لـ pKi-67 ، وتم اختيار الخلايا السلبية. تم وضع الخلايا في مصل منخفض (0.5٪) لمدة 7 أيام ، قبل التثبيت بالميثانول: حمض الخليك (3: 1). تشير الأرقام (أو الحروف) الموجودة على الجانب الأيسر من كل لوحة إلى الكروموسوم الذي تم تهجينه. شريط المقياس = 10 ميكرومتر.

تحليل وضع الكروموسوم الشعاعي في نواة الخلية الهادئة. الرسوم البيانية التي تعرض مواضع الكروموسوم في نوى الخلايا الليفية البشرية الأولية الهادئة. خضعت النوى من 50 إلى 70 لكل كروموسوم لتحليل التعرية ، والذي يقسم كل نواة إلى خمس قذائف متحدة المركز من مساحة متساوية ، مع كون الغلاف 1 هو الغلاف المحيطي ، والصدفة 5 هي الغلاف الداخلي الأكثر [4-6 ، 9]. تم تقسيم النسبة المئوية لإشارة الكروموسوم المقاسة في كل غلاف على النسبة المئوية لإشارة 4 '، 6-Diamidino-2-phenylindole (DAPI) في تلك القشرة. تمثل القضبان متوسط ​​النسبة الطبيعية (النسبة المئوية) لإشارة الكروموسوم لكل كروموسوم بشري. تمثل أشرطة الخطأ الخطأ المعياري للمتوسط ​​(SEM).

لجعل الخلايا هادئة ، شابة ، نمت HDFs في 10 ٪ NCS لمدة 48 ساعة ، ثم تم غسل الخلايا مرتين باستخدام وسط خالٍ من المصل ووضعها في وسط 0.5 ٪ NCS لمدة 168 ساعة (7 أيام). ومع ذلك ، عندما تم إجراء تحليل تحديد الموقع على النوى الهادئة ، وجدنا أن بعض الكروموسومات كانت في مواقع مختلفة تمامًا عن تلك التي وُجدت فيها في النوى المتكاثرة ، أي الكروموسومات 1 ، 6 ، 8 ، 10 ، 11 ، 12 ، 13 و 15 و 18 و 20 (الجدول 1).

تكشف البيانات الموضحة في الشكل 3 والجدول 1 أن عددًا من الكروموسومات يغير مواقعها النووية عندما تصبح الخلايا هادئة كما هو موضح من قبل ، ينتقل كل من الكروموسومات 13 و 18 من موقع نووي محيطي إلى موقع داخلي (الشكل 3 م وص). الكروموسوم 10 هو واحد من عدد من الكروموسومات التي تنتقل من موقع نووي وسيط إلى المحيط النووي (الشكل 3 ي ، الجدول 1) ، في حين أن الكروموسوم X لا يغير موقعه في المحيط النووي (الشكل 3w) ، والكروموسومات مثل 17 و 19 لا تغير موقعها الداخلي (الشكل 3q و s ، على التوالي).

يبدو بالتأكيد أن تموضع الكروموسوم في G هادئ0 الخلايا مرتبطة بالحجم. ومع ذلك ، ليس من الواضح سبب حدوث إعادة تحديد موضع الكروموسومات بعد إزالة المصل ومتى وكيف يتم استخلاصها.

تكون حركة الكروموسومات عندما تخرج الأرومات الليفية الطبيعية من دورة الخلية سريعة ونشطة وتتطلب الميوسين والأكتين

لتحديد وقت إعادة تنظيم الجينوم عند الخروج من دورة الخلية وسرعة الاستجابة لإزالة عوامل النمو ، أخذنا بنشاط الثقافات الشابة المتكاثرة من HDFs الأولية واستبدلنا 10 ٪ من وسط NCS مع 0.5 ٪ من وسط NCS. تم أخذ العينات في 0 و 5 و 10 و 15 و 30 دقيقة بعد تجويع المصل للتثبيت ، وتم تحديد موضع الكروموسوم في الطور البيني باستخدام تحليل 2D-FISH والتآكل (الشكل 4 وملف إضافي 1). تم نقل الكروموسومات 13 و 18 من المحيط النووي إلى الداخل النووي في غضون 15 دقيقة (الشكل 4 h و l) ، مع وضع نووي من النوع المتوسط ​​مرئي في النقاط الزمنية المتداخلة (5 و 10 دقائق الشكل 4f و g و j و k ). بالإضافة إلى ذلك ، انتقل الكروموسوم 10 من موقع وسيط إلى موقع طرفي في نفس النافذة الزمنية (15 دقيقة الشكل 4 د). لم يتم إعادة تحديد موقع الكروموسوم X على الإطلاق ، كما ورد سابقًا [9] (الشكل 4 م-س) ، بصرف النظر عن بعض الاختلاف الطفيف في 15 دقيقة (الشكل 4 ب).

إعادة تموضع سريع للكروموسومات بعد إزالة المصل. تتحرك الكروموسومات بسرعة في الخلايا المتكاثرة الموضوعة في مصل الدم المنخفض. 10- المواقع النووية للكروموسومات البشرية (ميلادي), 13 (ه-ح), 18 (انا)و X (م ع) تم تحليلها في نواة خلية ليفية طبيعية ثابتة لـ 2D-FISH (مضان فى الموقع تهجين) بعد الحضانة في وسط يحتوي على مصل منخفض (0.5٪) لمدة 0 و 5 و 10 و 15 دقيقة. تشير المربعات المعبأة إلى فرق مهم (ص & lt 0.05) عند مقارنتها بنواة خلية الأرومة الليفية الضابطة.

في دراسة سابقة ، أوضحنا أن نقل الكروموسوم 18 من الداخل النووي في G0 استغرقت الخلايا إلى المحيط النووي في الخلايا المعاد تنشيطها في المصل 30 ساعة ويبدو أنها تتطلب الخلايا لإعادة بناء بنيتها النووية بعد الانقسام الانقسامي [5]. أظهرنا هنا أن الشيء نفسه ينطبق على الكروموسوم 10 ، مع العودة إلى موقع نووي وسيط بعد 24 إلى 36 ساعة من إعادة تنشيط G0 الخلايا مع 10٪ NCS (الشكل 5 د-و). أظهرنا مرة أخرى أن الكروموسوم 18 يتطلب أوقاتًا مماثلة للعودة إلى المحيط النووي (أي 36 ساعة ، الشكل 5 لتر). على الرغم من بقاء الكروموسوم X في المحيط النووي ، يحدث تغيير طفيف في توزيع الكروموسوم X في غضون 32 إلى 36 ساعة (الشكل 5q-r). من هذه البيانات ، يبدو أن الاستجابة السريعة لإزالة عوامل النمو تعيد تنظيم الجينوم بأكمله داخل نواة الطور البيني ، ويتم تصحيح إعادة التنظيم هذه في الخلايا المتكاثرة فقط بعد 24 ساعة أو أكثر في مصل الدم المرتفع ، ويفترض بعد مرور الخلايا عبر الانقسام الفتيلي. ، كما يتضح من ذروة الخلايا الانقسامية في 24 إلى 36 ساعة بعد إعادة تنشيط المصل (0 ساعة ، بلا 8 ساعات ، لا شيء 24 ساعة ، 0.3٪ 32 ساعة ، 2.6٪ و 36 ساعة ، 1.2٪).

استعادة موضع الكروموسوم التكاثري بعد استعادة G 0 الخلايا. يستغرق نقل الكروموسومات إلى موقعها النووي التكاثري أكثر من 24 ساعة للكروموسوم 10 و 36 ساعة للكروموسوم 18. الخلايا المتكاثرة (أ ، ز ، م) في مصل منخفض (0.5٪) لمدة 7 أيام (ب ، ح ، ن) ثم تمت إعادة تنشيطه للدخول في دورة الخلايا التكاثرية مع قراءة مصل الدم العالي. تم أخذ العينات في 8 ساعات (ج ، ط ، س)، 24 ساعة (د ، ي ، ص) ، 32 ساعة (ه ، ك ، ف) و 36 ساعة (و ، ل ، ص) بعد إعادة التنشيط. تعرض الرسوم البيانية التوزيع الطبيعي لإشارة الكروموسوم في كل من الأصداف الخمسة. شل 1 هو المحيط النووي ، والصدفة 5 هي المنطقة الأعمق من النواة. تمثل المربعات الصلبة فرقًا كبيرًا (ص & lt 0.05) لتلك الصدفة عند مقارنتها مع الغلاف المكافئ لبيانات الوقت 0 (G0 البيانات) لتحليل التعرية.

تتضمن هذه الحركة السريعة لمناطق كبيرة من الجينوم استجابةً لانخفاض المصل عملية نشطة ، ربما تتطلب ATP / GTP. عندما تم تحضين مثبطات ATPase و / أو GTPase و ouabain و AG10 مع مزارع الخلايا المتكاثرة مع انخفاض المصل ، لم يغير الكروموسوم 10 الموقع النووي (الشكل 6 أ-د ، وانظر الملف الإضافي 3). كما أن الانتقال إلى الجزء الداخلي النووي للكروموسوم 18 منطقة بعد حضانة الخلايا في مصل منخفض كان مضطربًا أيضًا بسبب هذه المثبطات (الشكل 6 أ-د). بقي كروموسوم التحكم ، كروموسوم X ، في المحيط النووي (الشكل 6 والملف الإضافي 3). نظرًا لأن دراسات أخرى تشير إلى أن المحركات النووية تحرك المناطق الجينومية حول النواة بواسطة الأكتين و / أو الميوسين [42 ، 44] قررنا استخدام مثبطات بلمرة الأكتين والميوسين لمحاولة منع أي حركة كروموسوم ناتجة عن هذه المحركات النووية عند إزالة المصل . قام Latrunculin A ، وهو مثبط لبلمرة الأكتين ، بتثبيط حركة كل من الكروموسومات 10 و 18 عندما تم وضع الخلايا في مصل منخفض (الشكل 7 أ والملف الإضافي 3). في المقابل ، فإن phalloidin oleate ، وهو مثبط آخر لبلمرة الأكتين ، لم يمنع إعادة توطين أي من الكروموسوم 10 أو 18 ، عندما تم وضع الخلايا في مصل منخفض (الشكل 7 ب والملف الإضافي 3). However, two inhibitors of myosin polymerization (BDM) and function (Jasplakinolide also affects actin polymerization) did inhibit movements of both these chromosomes upon serum removal (Figure 7c, d, and Additional file 3). Figure 7e provides a comparison for the rapid change in chromosome position when no inhibitors are used. These data imply that rapid chromosome movement observed in cells as they respond to removal of growth factors is due to an energy-driven process involving a nuclear actin:myosin motor function.

Chromosome repositioning requires energy. The relocation of human chromosomes 10 and 18 after incubation in low serum is energy dependent. The nuclear location of human chromosomes 10, 18, and X in were determined in normal human proliferating cell nuclei treated with ouabain (ATPase inhibitor) (أ), AG10 (GTPase inhibitor) (ب), or a combination of both (ج) before and during incubation in low serum for 15 minutes. Normal control analysis data without any treatment is displayed in (د). The error bars show the standard error of the mean. The stars indicate a significant difference (ص < 0.05) from cells treated only with the inhibitor.

Chromosome repositioning requires nuclear myosin and actin. The relocation of human chromosomes 10 and 18 after incubation in low serum is myosin and actin dependent. The nuclear locations of chromosomes 10, 18, and X were determined in normal human proliferating cell nuclei treated with latrunculin A and phalloidin oleate (inhibitors of actin polymerisation) (a, b) and BDM and jasplakinolide (inhibitors of myosin polymerization) (c, d) before and during incubation in low serum for 15 minutes. The error bars show the standard error of the mean. The stars indicate a significant difference (ص < 0.05) from cells treated only with the inhibitor. Normal control analysis data without any treatment is displayed in (هـ).

Nuclear myosin 1β is required for chromosome territory repositioning in HDFs placed in low serum

In an effort to elucidate which myosin isoform was involved in chromosome movement after serum removal in culture, we used suppression by RNA interference with small interfering RNAs (siRNAs). An siRNA pool for the gene MYO1C was selected because it encodes for a cytoplasmic myosin 1C and the nuclear isoform nuclear myosin 1β, a major candidate myosin for chromatin relocation [39, 49]. mRNA analysis had revealed insufficient differences in sequence for suppression of myosin 1β alone (data not shown). With a double transfection of the siRNA, we observed 93% of cells displaying no nuclear myosin staining at all (Figure 8k, q, and s) but still with some cytoplasmic staining, whereas in the control cells and the cells transfected with the control construct, >95% of cells displayed a nuclear distribution of anti-nuclear myosin 1β, which was distributed in proliferating cells as accumulations at the inner nuclear envelope, the nucleoli, and throughout the cytoplasm (Figure 8g-j, m-p). These numbers did not change significantly after serum removal for 15 minutes, as per the chromosome-movement assay (data not shown).

Suppression of nuclear myosin expression by short interference RNAs (siRNAs). Normal human dermal fibroblasts (HDFs) were transfected with negative control or MYO1C targeting siRNA (double transfection) and samples for immunofluorescence staining and 2D-FISH (fluorescence فى الموقع hybridiضation) were fixed 48 hours after the final transfection. Representative images of nuclei stained for anti-NMIβ (red) in control (g, h, m, n) cells transfected with negative control siRNA (i, j, o, p) and in cells transfected with MYO1C سيرنا (k, l, q, r) after 0 and 15 minutes of serum starvation are displayed. The percentage of nuclei that are positive for NM1β in controls, in cells transfected with negative control siRNA, and in cells transfected with MYO1C siRNA are displayed in the adjacent table (s).

After siRNA suppression of nuclear myosin, the chromosome-movement assay was repeated by placing the double-transfected cells into low serum for 15 minutes. The graphs in Figure 9 show that chromosomes 10, 18, and X behave as expected after removal of serum in the control cells (Figure 9a-f) and in the cells transfected with the control construct (Figure 9g-l), with chromosome 10 becoming more peripheral, chromosome 18 becoming more interior, and chromosome X remaining at the nuclear periphery. However, in the cells that had been transfected with MYO1C-targeting siRNA, chromosome movement was much less dramatic, with the chromosomes still residing in similar nuclear compartments before and after the serum removal (Figure 9m-r).

Chromosome repositioning is inhibited by short interference RNA (siRNA) that suppresses nuclear myosin1β. Chromosome positioning was determined with 2D-FISH (fluorescence فى الموقع hybridiضation) and erosion analysis, and the normalized position data plotted as histograms in control cells, in cells transfected with the negative control, and in cells transfected with the MYO1C siRNA construct. In control human dermal fibroblasts (HDFs) and in HDFs transfected with negative control, siRNA chromosome 10 is repositioned from an intermediate nuclear location (a و g, respectively) to the nuclear periphery (d, j) after 15 minutes of incubation in low serum. Chromosome 18 territories, conversely, are repositioned from the nuclear periphery (b, h) to the nuclear interior (e, k) after 15 minutes of incubation in low serum in control HDFs and in HDFs transfected with negative control siRNA. In HDFs transfected with the MYO1C siRNA construct, chromosomes 10 (m, p) و 18 (n, q) do not show repositioning after 15 minutes of incubation in low serum. Chromosome X remains at the nuclear periphery at all times (c, f, i, l, o, r). Unpaired, unequal variances two-tailed Students ر tests were performed to assess statistical differences. The solid squares indicate a significant difference (ص < 0.05) from cells not incubated in, and the solid circles indicate a significant difference (ص < 0.05) from control HDFs.

The distribution of the nuclear myosin 1β is very interesting in these cells, because it gives a nuclear envelope distribution, a nucleolar distribution, and a nucleoplasmic distribution (Figure 10a-c). These distributions, although revealing, are not so surprising, because nuclear myosin has a binding affinity for the integral nuclear membrane protein emerin [50] and is involved in RNA polymerase I transcription [37, 40, 51]. The distribution in quiescent cells is quite different, with large aggregates of NM1β within the nucleoplasm and is missing from the nuclear envelope and nucleoli. This distribution is similar to that observed in senescent human dermal fibroblasts (Mehta, Kill, and Bridger, unpublished data). With respect to chromosome movement back to a proliferating position after incubation in low serum, we showed that it does not occur until 24 to 36 hours after repeated addition of serum to a quiescent culture (Figure 5) [5]. Correlating with this is the rebuilding of daughter nuclei after mitosis and the return of a proliferating distribution of NM1β to the nuclear envelope, nucleoli, and nucleoplasm (Figure 10g, j, p).

Anti-nuclear myosin 1b (NM1β) staining patterns in proliferating cells, quiescent cells, and after restimulation. Normal 2DD human dermal fibroblasts (HDFs) were serum starved for 7 days to induce quiescence. The cells were then restimulated with fresh serum, and samples were collected at 0, 24, 36 and 48 hours after serum restoration. Samples were also collected before serum withdrawal (proliferating cells). The samples were then fixed with methanol/acetone (1:1), and the distribution of NMIβ was assessed by performing an indirect immunofluorescence assay for NMIβ. Images in (a, c) display the distribution of NMIβ in proliferating cells, whereas those in (d و f) show the distribution of NMIβ after 0, 24, 36 and 48 hours after restimulation of quiescent fibroblasts. الطاولة (p) displays the percentage of cells displaying various patterns of NMIβ staining after restimulation. Error is indicated by standard deviation. شريط المقياس = 10 ميكرومتر.


استنتاج

The chromEvol software implements a variety of models depicting the evolution of chromosome numbers thereby providing users with a statistical tool to elucidate the pattern of chromosome number change along a phylogeny. In the new version of the program presented here, the base number of a group of interest can be inferred in a statistical framework. The concept of the base number is regularly taken to represent “the haploid number present in the initial population of a monophyletic clade” ( Guerra 2008). Because this ancestral number is frequently, although not always, equal to the monoploid number of the polyploid series observed in the group, the two terms have been used somewhat intermingly. In chromEvol, we explicitly separated these two concepts. Although the ancestral root number can be computationally inferred or be set by the user, the addition by any multiplication of the monoploid number is now an integral part of the model using the introduced β parameter ( eq. 2). Several complexities should be noted regarding this parameter. First, although a single monoploid number may define a large clade, it is also possible that, due to dysploidy, each subclade in an analyzed phylogeny will exhibit a unique polyploid series with the respective unique monoploid number ( Guerra 2008). Here, we treated the monoploid number as a single possible value. Allowing for several distinct monoploid numbers can easily be integrated into our models but will come at the expense of additional free parameters that may be warrant only when large clades are considered. Second, in the current implementation, we treated additions by any multiplier of β as equally likely. Other scenarios whereby, for example, single β additions are more likely than higher multiplications can be integrated into the model (but again, increasing model complexity). Finally, although the β parameter was initially included in our models as a means to infer the base number of the group examined, we note that practically its optimized value is not necessarily so, particularly when additional parameters modeling other polyploidization events (i.e., ρ و ميكرومتر) are considered. For example, in the Hordeum data set the best-supported model was M10 with β = 14 and a high rate of WGDs ( table 1). Notably, most duplications involved transitions from 7 to 14 via the ρ parameter. Although seven is an obvious base number of this genus, the β parameter allowed for several 7 → 21 transitions, which otherwise must have been explained by multiple transitions.

The chromEvol program allows users to estimate the branches in which ploidy transitions most probably occurred. However, these estimates cannot trivially be used to determine which lineages are polyploid and which are diploid. To this end, we introduced a simulation-based approach to determine the ploidy levels of extant taxa. This approach can further be used to pinpoint the lineages in which ploidy estimates are deemed unreliable based on the current chromosome number distribution. Importantly, in the current implementation, chromEvol ignores possible association between transitions in chromosome numbers and transitions in ploidy levels. For example, it is possible that due to diploidization processes ( Wolfe 2001), the rate of descending dysploidy will be higher in a polyploid compared with a diploid background. Furthermore, polyploidy is known to have a profound impact on rates of diversification ( Fawcett et al. 2009 Soltis et al. 2009 Mayrose et al. 2011), which could confound estimation of chromosome number transition rates and ancestral state reconstruction ( Maddison 2006 Goldberg and Igic 2008). One may envision a covarion-like process ( Galtier 2001), in which the evolution of chromosome numbers and ploidy levels is jointly modeled. Accordingly, rather than assuming a constant pattern of chromosome number change across the phylogeny, different lineages may evolve under different evolutionary patterns, dictated by their ploidy levels. Such a combined model could also be integrated within a Bayesian framework (i.e., by using a Markov chain Monte-Carlo sampling strategy Hastings 1970), thereby accounting for uncertainty in parameter estimation and phylogeny reconstruction. Using this formulation, chromEvol may further be extended to allow chromosome number or ploidy levels to influence rates of speciation and extinction under the Binary State Speciation and Extinction (BiSSE) framework ( Maddison et al. 2007). Such possible extensions will come at the expense of additional free parameters and modeling complexities that may only be justified when large trees are considered. However, such large trees may be particularly unrealistic for the time-homogeneity assumption (i.e., a single transition matrix across the whole phylogeny). Certainly, exploring the association between patterns of chromosome number change and ploidy levels as well as the range of complexities that can be explored using the chromEvol model are important future directions.


Errors at the start of life

Only one in three fertilizations leads to a successful pregnancy. Many embryos fail to progress beyond early development. Cell biologists at the Max Planck Institute (MPI) for Biophysical Chemistry in Göttingen (Germany), together with researchers at the Institute of Farm Animal Genetics in Mariensee and other international colleagues, have now developed a new model system for studying early embryonic development. With the help of this system, they discovered that errors often occur when the genetic material from each parent combines immediately after fertilization. This is due to a remarkably inefficient process.

Human somatic cells typically have 46 chromosomes, which together carry the genetic information. These chromosomes are first brought together at fertilization, 23 from the father's sperm, and 23 from the mother's egg. After fertilization, the parental chromosomes initially exist in two separate compartments, known as pronuclei. These pronuclei slowly move towards each other until they come into contact. The pronuclear envelopes then dissolve, and the parental chromosomes unite.

The majority of human embryos, however, end up with an incorrect number of chromosomes. These embryos are often not viable, making erroneous genome unification a leading cause of miscarriage and infertility.

"About 10 to 20 percent of embryos that have an incorrect number of chromosomes result from the egg already containing too few or too many chromosomes prior to fertilization. This we already knew," explains Melina Schuh, director at the MPI for Biophysical Chemistry. "But how does this problem arise in so many more embryos? The time immediately after the sperm and egg unite -- the so-called zygote stage -- seemed to be an extremely critical phase for the embryo's development. We wanted to find out why this is the case."

Insights from a new model system

For their investigations, the scientists analyzed microscopy videos of human zygotes that had been recorded by a laboratory in England. They additionally set out to find a new model organism suitable for studying early embryonic development in detail. "Together with our collaboration partners at the Institute of Farm Animal Genetics, we developed methods for studying live bovine embryos, which closely resemble human embryos," explains Tommaso Cavazza, a scientist in Schuh's department. "The timing of the first cell divisions is comparable in human and bovine embryos. Furthermore, the frequency of chromosomes distributing incorrectly is about the same in both systems." Another advantage of this model system is: The scientists obtained the eggs from which the bovine embryos developed from slaughterhouse waste, so no additional animals had to be sacrificed.

Schuh's team fertilized the bovine eggs in vitro and then used live-cell microscopy to track how the parental genetic material unites. They found that the parental chromosomes cluster at the interface between the two pronuclei. In some zygotes, however, the researchers noticed that individual chromosomes failed to do so. As a result, these chromosomes were 'lost' when the parental genomes united, leaving the resulting nuclei with too few chromosomes. These zygotes soon showed developmental defects.

"The clustering of chromosomes at the pronuclear interface seems to be an extremely important step," Cavazza explains. "If clustering fails, the zygotes often make errors that are incompatible with healthy embryo development."

Dependent on an inefficient process

But why do parental chromosomes often fail to cluster correctly? The Max Planck researchers were able to uncover that as well, as Cavazza reports: "Components of the cytoskeleton and the nuclear envelope control chromosome movement within the pronuclei. Intriguingly, these elements also steer the two pronuclei towards each other. So we are dealing with two closely linked processes that are essential, but often go wrong. Thus, whether an embryo will develop healthily or not depends on a remarkably inefficient process."

The scientists' findings are also relevant for in vitro fertilization in humans. It has been discussed for some time whether the accumulation of the so-called nucleoli at the pronuclear interface in human zygotes could be used as an indicator for the chance of successful fertilization. Zygotes in which these pronuclear components all cluster at the interface have a better chance of developing successfully, and could therefore be preferentially used for fertility treatment. "Our observation that chromosomes need to cluster at the interface to guarantee healthy embryo development supports this selection criterion," Schuh says.


What happens if you have too many chromosomes?

If one of the original cells had an extra chromosome, the person will have التثلث الصبغي. This is a type of aneuploidy. People with trisomies have three copies of a particular chromosome (instead of two). This means these individuals have a total of 47 chromosomes (n+1).

Trisomies are named after the chromosome pair that gets the extra chromosome. التثلث الصبغي 21 is a fairly common aneuploidy that involves an extra chromosome 21. This is also called متلازمة داون. It affects about one in every 750 babies born in Canada. Children with Trisomy 21 may experience delays when learning to crawl, walk and speak. As they get older, they may have trouble with reasoning and understanding.

Two other examples are Trisomy 13 (Patau syndrome) and Trisomy 18 (Edward’s syndrome). They can both cause serious brain, heart and spinal cord defects. Many babies born with these syndromes only live a few days.


An analysis of the distribution of hetero- and isodisomic regions of chromosome 7 in five mUPD7 Silver-Russell syndrome probands

Silver-Russell syndrome (SRS) shares common features of intrauterine growth retardation (IUGR) and a number of dysmorphic features including lateral asymmetry in about 50% of subjects. Its genetic aetiology is complex and most probably heterogeneous. Approximately 7% of patients with SRS have been found to have maternal uniparental disomy of chromosome 7 (mUPD7). Genomic DNA samples from five SRS patients with mUPD7 have been analysed for common regions of isodisomy using 40 polymorphic markers distributed along the length of chromosome 7. No regions of common isodisomy were found among the five patients. It is most likely that imprinted gene(s) rather than recessive mutations cause the common phenotype. Heterodisomy of markers around the centromere indicated that the underlying cause of the mUPD7 is a maternal meiosis I non-disjunction error in these five subjects.


7.9: Errors in Chromosome Number - Biology

To detect chromosome abnormalities, thus to help diagnose genetic diseases, some birth defects, and certain disorders of the blood and lymphatic system

When pregnancy screening tests are abnormal whenever signs of a chromosomal abnormality-associated disorder are present as indicated to detect chromosomal abnormalities in a person and/or detect a specific abnormality in family members sometimes when a person has leukemia, lymphoma, myeloma, myelodysplasia or another cancer and an acquired chromosome abnormality is suspected

A blood sample drawn from a vein in your arm a sample of amniotic fluid or chorionic villus from a pregnant woman a bone marrow or tissue sample

You may be able to find your test results on your laboratory's website or patient portal. However, you are currently at Lab Tests Online. You may have been directed here by your lab's website in order to provide you with background information about the test(s) you had performed. You will need to return to your lab's website or portal, or contact your healthcare practitioner in order to obtain your test results.

Lab Tests Online is an award-winning patient education website offering information on laboratory tests. The content on the site, which has been reviewed by laboratory scientists and other medical professionals, provides general explanations of what results might mean for each test listed on the site, such as what a high or low value might suggest to your healthcare practitioner about your health or medical condition.

The reference ranges for your tests can be found on your laboratory report. They are typically found to the right of your results.

If you do not have your lab report, consult your healthcare provider or the laboratory that performed the test(s) to obtain the reference range.

Laboratory test results are not meaningful by themselves. Their meaning comes from comparison to reference ranges. Reference ranges are the values expected for a healthy person. They are sometimes called "normal" values. By comparing your test results with reference values, you and your healthcare provider can see if any of your test results fall outside the range of expected values. Values that are outside expected ranges can provide clues to help identify possible conditions or diseases.

While accuracy of laboratory testing has significantly evolved over the past few decades, some lab-to-lab variability can occur due to differences in testing equipment, chemical reagents, and techniques. This is a reason why so few reference ranges are provided on this site. It is important to know that you must use the range supplied by the laboratory that performed your test to evaluate whether your results are "within normal limits."

For more information, please read the article Reference Ranges and What They Mean.

Chromosome analysis or karyotyping is a test that evaluates the number and structure of a person's chromosomes in order to detect abnormalities. Chromosomes are thread-like structures within each cell nucleus and contain the body's genetic blueprint. Each chromosome contains thousands of genes in specific locations. These genes are responsible for a person’s inherited physical characteristics and they have a profound impact on growth, development, and function.

Humans have 46 chromosomes, present as 23 pairs. Twenty-two pairs are found in both sexes (autosomes) and one pair (sex chromosomes) is present as either XY (in males) or XX (in females). Normally, all cells in the body that have a nucleus will contain a complete set of the same 46 chromosomes, except for the reproductive cells (eggs and sperm), which contain a half set of 23. This half set is the genetic contribution that will be passed on to a child. At conception, half sets from each parent combine to form a new set of 46 chromosomes in the developing fetus.

Chromosomal abnormalities include both numerical and structural changes. For numerical changes, anything other than a complete set of 46 chromosomes represents a change in the amount of genetic material present and can cause health and development problems. For structural changes, the significance of the problems and their severity depends upon the chromosome that is altered. The type and degree of the problem may vary from person to person, even when the same chromosome abnormality is present.


أساليب

Identification of chromosomal regions

The selection of the 14 gene families used in this study was based on the location of family members close to the genes coding for NPY family peptides in fugu, Takifugu rubripes and zebrafish, Danio rerio. The gene families included have genes located on at least two of the human chromosomes 2, 3, 7, 12 and 17. Chromosome 3 is a non-Hox-bearing chromosome but earlier studies have suggested that it is a part of the Hox-paralogon [7,8,75]. The two gene families IGFBP and SLC4A were included because they were already known to have copies on several of the chromosomes in the paralogon and were located near the human NPY-family genes.

Database searches

The protein family predictions in Ensembl database version 43 http://www.ensembl.org/ where used together with relevant literature and BLAST [87] to identify additional sequences not included in the Ensembl protein families. All amino acid sequences representing the longest transcripts of every member of the 14 gene families in تتراودون نيجروفيريديس, Takifugu rubripes, Danio rerio, موس العضلات و الانسان العاقل were obtained in order to obtain information of the repertoires in the common ancestor of actinopterygians and sarcopterygians using the Ensembl database version 43. This allows for the identification of shared and lineage specific in teleosts and tetrapods, respectively. For a full set of Ensembl IDs see Additional file 3.

Alignments and phylogenetic analyses

Protein domains in each sequence were identified by searches against the Pfam database http://www.sanger.ac.uk/Software/Pfam/ and aligned using the Windows version of Clustal × 1.81 [88,89]. Sequences lacking described domains, or incomplete domains, were removed from the alignment (for description of which criteria that were used for each family see figure legends in supplementary file 1 and 2). Alignments were thereafter manually inspected and edited to remove poorly aligned sequences. Phylogenetic trees were constructed using the neighbor-joining (NJ) method with standard settings (Gonnet weight matrix, gap opening penalty 10.0 and gap extension penalty 0.20) as implemented in the windows version of Clustal W 1.81 [88] with 1000 bootstrap replicates. Bootstrap values below 50% were considered non-supportive. متواليات من ذبابة الفاكهة سوداء البطن و Ciona intestinalis (أو Ciona savignyi أو Branchiostoma floridae) were used as outgroups in the phylogenetic analyses in order to relatively date duplications. Quartet puzzling maximum-likelihood trees were constructed using Tree-Puzzle 5.2 [90] (for Tree-puzzle settings in each analysis, see supplementary file 2).

Chromosomal maps

Based on the phylogenetic analyses, positional information from gene family members duplicated after the split of urochordates and the rest of the chordates and before the split of sarcopterygians and actinopterygians was used to draw chromosomal maps. This allowed for identification gene families that most likely were syntenic in the ancestor of all vertebrates.


شاهد الفيديو: توجيهيطفراتالاختلالات الوراثية الناتجة عن خلل في عدد الكروموسومات الجسمية والجنسية. (أغسطس 2022).