معلومة

من أين تأتي الليسين أثناء التواجد؟

من أين تأتي الليسين أثناء التواجد؟


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

أعلم أن Ub يشكل رابطة إيزوببتيد مع ليسين ، ولكن من أين يأتي اللايسين؟

هل هي متاحة دائمًا لجامعة الدول العربية للعثور عليها أثناء عملية التواجد في كل مكان؟ هل يتوفر ليسين مجاني على كل وحدة Ub إضافية مضافة إلى السلسلة؟ بعد إضافة Ub الأول إلى البروتين المستهدف ، هل لا يزال يتعين على مركب E2 / E3 الارتباط في كل مرة يتم فيها إضافة Ub إلى السلسلة؟


تقدم مقالة Wikipedia على Ubiquitin إجابة جيدة لأسئلتك. انظر إلى المقالات المشار إليها إذا كنت ترغب في الحصول على إجابات أكثر تفصيلاً.

هل هي متاحة دائمًا لجامعة الدول العربية للعثور عليها أثناء عملية التواجد في كل مكان؟

نعم ، غالبًا ما تربط عملية [Ubiquitination] هذه آخر حمض أميني من يوبيكويتين (جلايسين 76) ببقايا ليسين على الركيزة.

هل يتوفر ليسين مجاني على كل وحدة Ub إضافية مضافة إلى السلسلة؟

يحتوي Ubiquitin على سبعة ليسينات ويمكن ربط كل واحد منهم بـ N-terminal glycine في يوبيكويتين التالي.

بعد إضافة Ub الأول إلى البروتين المستهدف ، هل لا يزال يتعين على مركب E2 / E3 الارتباط في كل مرة يتم فيها إضافة Ub إلى السلسلة؟

نعم ، لكن هذا أكثر تعقيدًا من الآلية العامة. يمكن ربط سلسلة بولي يوبيكويتين تمامًا مثل يوبيكويتين واحد أو يمكن ربط يوبيكويتين واحد بمركب بروتين يوبيكويتين موجود. انظر على سبيل المثال Brown et al and David et al.


آليات التواجد الأحادي والبولي: تعتمد خصوصية التواجد في كل مكان على التوافق بين النواة التحفيزية E2 وبقايا الأحماض الأمينية القريبة من الليسين

يتضمن التواجد في كل مكان ربط اليوبيكويتين ببقايا اللايسين على بروتينات الركيزة أو نفسها ، مما قد يؤدي إلى تعدد البروتينات أو تعددها. يمكن أن يؤدي ارتباط Ubiquitin بمخلفات lysine المختلفة إلى إنشاء هياكل متنوعة من الركيزة - ubiquitin ، واستهداف البروتينات لمصائر مختلفة. آليات اختيار اللايسين ليست مفهومة جيدًا. يتم تحفيز التواجد من قبل أكبر مجموعة من Ligases E3 ، عائلة RING-E3 s ، من خلال التعاون بين ubiquitin-ligase غير التحفيزي (E3) وإنزيم يوبيكويتين المترافق (E2) ، حيث تربط RING E3 الركيزة و E2 يحفز نقل يوبيكويتين. تشير الدراسات السابقة إلى أن مواقع التواجد في كل مكان يتم اختيارها عن طريق تحديد المواقع بوساطة E3 لليسين باتجاه موقع E2 النشط. في نهاية المطاف ، على المستوى التحفيزي ، يحدث انتشار بقايا ليسين داخل الركيزة أو يوبيكويتين عن طريق هجوم محب للنيوكليوفيل من بقايا ليسين على رابطة thioester التي تربط السيستين التحفيزي E2 إلى يوبيكويتين. أحد أفضل مجمعات RING E3 / E2 المدروسة هو مجمع البروتين Skp1 / Cul1 / F box و SCF Cdc4 و E2 و Cdc34 المشابه لهما ، والذي يستهدف مثبط CDK Sic1 للتكاثر المتعدد المرتبط بـ K48 ، مما يؤدي إلى تحلل البروتوزومال. أظهرت دراساتنا الحديثة لهذا النظام النموذجي أن المخلفات المحيطة بـ Sic1 ليسين أو ليسين 48 في يوبيكويتين ضرورية للتواجد في كل مكان. يرتبط هذا الاعتماد على التسلسل بالمخلفات الرئيسية المحفوظة تطوريًا في المنطقة التحفيزية لـ Cdc ويمكنه تحديد ما إذا كان Sic1 أحادي أو متعدد الوجود. تشير دراساتنا إلى أن محددات الأحماض الأمينية في المنطقة الحفازة Cdc34 وتوافقها مع تلك المحيطة ببقايا الليسين المستقبلة تلعب أدوارًا مهمة في اختيار اللايسين. قد يمثل هذا آلية عامة في توجيه طريقة الانتشار في E2 s.


المكونات الرئيسية لتفاعل APC

يتطلب انتشار البروتين بواسطة APC تعاون أربعة مكونات بروتين: جوهر APC ، ووحدة المنشط الفرعية ، و E2 والركيزة (الشكل 3). ترتبط جميع المنشطات و E2s والركائز بشكل عكسي بنواة APC مع تقارب متفاوت ، وتتفاعل مع بعضها البعض أيضًا. لفهم مساهمة كل من هذه المكونات في تفاعل الانتشار الشامل ، من المفيد أولاً تلخيص ميزاتها الأساسية.

مكونات البروتين الأربعة الرئيسية في تفاعل APC. يعتمد التحفيز على التفاعلات التعاونية بين قلب APC والمنشط والركيزة و E2.

APC الأساسية

APC عبارة عن 1 MDa تقريبًا ، مجمع مرتبط بإحكام من 11 إلى 13 وحدة فرعية يتم حفظها جيدًا بشكل عام في حقيقيات النوى (الشكل 4 ، الجدول 1). APC عبارة عن ligase من نوع ubiquitin-protein من نوع cullin-RING [7] ، حيث تحتوي الوحدات الفرعية Apc2 و Apc11 على مجالات cullin و RING ، على التوالي. كما هو الحال في ligases cullin-RING الأخرى ، يتفاعل مجال RING الخاص بـ Apc11 مباشرة مع E2 ، ويربط مجال cullin لـ Apc2 Apc11 وربما يوفر سقالة ممتدة تربط هاتين الوحدتين الفرعيتين ببقية الإنزيم.

يحتوي نواة APC على العديد من المركبات الفرعية. إن نواة APC للخميرة في مهدها عبارة عن مجمع 1 MDa تقريبًا يتكون من 13 وحدة فرعية (الجدول 1) ، بما في ذلك الوحدات الفرعية التسعة الموضحة هنا. يحتوي مجمع فرعي واحد (أخضر غامق) على الوحدة الفرعية cullin Apc2 وبروتين مجال RING Apc11 ، الذي يجند E2s. يحتوي مجمع فرعي آخر (أخضر فاتح) على ثلاث وحدات فرعية تحتوي على TPR ، Cdc27 و Cdc23 و Cdc16 ، بالإضافة إلى وحدتين فرعيتين ، Apc4 و Apc5 ، والتي تساعد على توصيلهم ببقية APC عبر Apc1. توفر الوحدات الفرعية المحتوية على TPR مواقع ربط للمنشط (Cdh1 أو Cdc20) ، والتي تحتوي على الأقل على اثنين من أشكال التفاعل APC ، نموذج Ile-Arg (IR) والصندوق C ، بالإضافة إلى تسلسل تكرار كبير WD40 ذلك من المحتمل أن تشكل موقع ربط يشبه المروحة للركيزة.

أدى تحليل APC المنقى من سلالات الخميرة التي تفتقر إلى الوحدات الفرعية الفردية إلى تحديد المركبات الفرعية APC (الشكل 4) [8]. يحتوي أحدهما على Apc2 و Apc11 ، بالإضافة إلى وحدة فرعية ثالثة ، Doc1. يحتوي Doc1 على هيكل برميل يُعرف باسم مجال Doc ، والذي يشارك في البروتينات الأخرى في الارتباط بروابط صغيرة ، وقد تساهم هذه الوحدة الفرعية في ربط الركيزة ، كما تمت مناقشته لاحقًا. يحتوي المركب الفرعي APC الآخر على ثلاث وحدات فرعية كبيرة (Cdc27 و Cdc16 و Cdc23 في الخميرة) تحمل عشر نسخ أو أكثر من نموذج تسلسل مكون من 34 بقايا يسمى تكرار رباعي الببتيد (TPR). يبدو أن هذه الوحدات الفرعية ترتبط بالتسلسل مع APC ، بحيث يعتمد ارتباط Cdc27 على Cdc16 ، ويعتمد ارتباط Cdc16 على Cdc23 [8]. تشير حسابات القياس المتكافئ إلى أن الوحدات الفرعية TPR موجودة في نسختين على APC [9 ، 10]. تشكل TPRs عمومًا أخاديد ربط البروتين ، وبالتالي من المحتمل أن توفر الوحدات الفرعية TPR المتعددة مجموعة كبيرة من أسطح التفاعل على قلب APC.

يتم تثبيت المركبين الفرعيين APC معًا بواسطة أكبر وحدة فرعية APC ، Apc1 (الشكل 4). تساعد Apc4 و Apc5 في توصيل Apc1 بقاعدة مجمع TPR الفرعي ، Cdc23. تساعد الوحدات الفرعية غير الأساسية Cdc26 و Swm1 (غير معروضتين في الشكل) على استقرار ارتباط الوحدات الفرعية TPR مع باقي وحدات APC [11 ، 12]. يعزز Cdc26 تكامل APC من خلال تكوين مركب به أخاديد TPR لـ Cdc16 [13]. لا تزال وظائف الوحدات الفرعية الأخرى لـ APC غير واضحة.

قدمت العديد من التحليلات المجهرية الإلكترونية (EM) لمحة عن حجم وشكل APC [9 ، 10 ، 14-16]. وبدقة تبلغ حوالي 30 ، يبدو أن APC تشكل جسيمًا مثلثًا ، كما أن توطين الوحدات الفرعية الفردية عن طريق وسم الجسم المضاد يتوافق تقريبًا مع البنية المحددة من دراسات التجميع الفرعي [10 ، 16]. في هيكل EM عالي الدقة ، يتم ترجمة الوحدات الفرعية TPR إلى هيكل "مصباح قوس" ، وتم العثور على Apc2 في منطقة "منصة" مجاورة حيث من المحتمل أن ترتبط E2s [16].

المنشط

على الرغم من حجمه الكبير ، فإن نواة APC لها نشاط ضئيل في غياب أحد البروتينات المنشطة ، Cdc20 أو Cdh1 (يتم التعبير عن المنشط الثالث ، Ama1 ، فقط في الانقسام الاختزالي ولن تتم مناقشته هنا [17]). يرتبط Cdc20 بـ APC في الانقسام المبكر ، مما يؤدي إلى تدمير الأهداف التي تتحكم في بداية الطور. يتم تعزيز ارتباط Cdc20 بـ APC عن طريق الفسفرة لوحدات فرعية متعددة APC [18-23]. في وقت لاحق في الانقسام ، يتم استبدال Cdc20 بـ Cdh1 ، الذي يحافظ على النشاط من خلال G1 التالي. يعتمد ارتباط Cdh1 مع APC على نزع الفسفرة Cdh1 [20 ، 24 ، 25].

تشارك بروتينات المنشط في التعرف على الركيزة بواسطة APC. تحتوي مناطق الكاربوكسي الطرفية في Cdc20 و Cdh1 على مجال WD40 يُعتقد أنه يشكل منصة ربط تشبه المروحة تربط ركائز APC [26-29]. من المحتمل أن تؤدي الاختلافات المتسلسلة في مجالات WD40 من Cdc20 و Cdh1 إلى خصائص مختلفة للركيزة. توفر هذه الاختلافات في الخصوصية آلية لتوقيت تدمير أهداف APC المختلفة في الانقسام الفتيلي: يستهدف Cdc20 عددًا صغيرًا من الركائز الرئيسية للتدمير في الطور ، بينما يمتلك Cdh1 خصوصية أوسع ، ويستهدف هذه البروتينات وغيرها الكثير في الانقسام المتأخر و G1 [ 30 ، 31].

تحتوي المنشطات أيضًا على اثنين على الأقل من الأشكال المتسلسلة ، نموذج Ile-Arg (IR) و C-box ، وهما مطلوبان لربط المنشط بنواة APC. يتكون شكل IR من اثنين من البقايا عند الطرف الكربوكسيل للمنشط ، والصندوق C عبارة عن شكل من ثمانية بقايا بالقرب من النهاية الأمينية [29 ، 32 ، 33]. يتم التوسط جزئيًا على الأقل في ارتباط المنشط بـ APC بواسطة الوحدات الفرعية TPR (الشكل 4): يرتبط Cdh1 مباشرةً بـ Cdc27 في المختبر [26 ، 32] ، ومخلفات محددة في أخاديد تفاعل البروتين التي تكونت بواسطة TPRs في Cdc27 و Cdc23 مطلوبة لربط كل من Cdh1 و Cdc20 [34]. يرتبط شكل IR للمنشط بـ TPRs لـ Cdc27 ، ويبدو أن منطقة المنشط الإضافية غير معروفة تربط TPRs لـ Cdc23 [34]. يظل موقع ربط C-box غير معروف ، ولكن أحد الاحتمالات هو الوحدة الفرعية Apc2 ، حيث إن إزالة Apc2 من APC يقلل من ارتباط المنشط [8]. معًا ، تولد هذه التفاعلات المتعددة ارتباطًا عالي التقارب للمنشط بنواة APC ، ومن المحتمل أن يظل المنشط مرتبطًا أثناء أحداث ربط الركيزة المتعددة [34]. تشير تحليلات EM الحديثة إلى أن المنشط موجود بين مصباح القوس TPR و Apc2 ، في وضع مثالي لتقديم ركائز لمهاجمة اتحادات E2-ubiquitin الواردة [16].

المادة المتفاعلة

في حين يتم تغيير كل من E2 والبروتين المستهدف كيميائيًا أثناء التواجد في كل مكان ، من أجل الوضوح ، نستخدم مصطلح `` الركيزة '' للإشارة إلى الهدف المنتشر وليس E2. الركائز الأساسية اثنين من APC هي سيكورين والأعاصير الانقسامية (الشكل 1) [35]. يؤدي تحلل سيكورين إلى فصل كروماتيد الأخت ، كما أن تدهور الأعاصير الانقسامية مطلوب لاستكمال الانقسام الفتيلي. إن APC ، خاصةً عندما يرتبط بـ Cdh1 ، تفرز أيضًا العديد من البروتينات الأخرى المشاركة في جوانب مختلفة من الخروج الانقسامي [5].

ترتبط الركائز بشكل خاص بمركب منشط APC من خلال تسلسلات التحلل ، وأفضل ما يمكن فهمه هو D-box (RXXLXXXN) و KEN-box (KEN) [36 ، 37]. على الرغم من أن متواليات D- و KEN-box مطلوبة لتواجد العديد من الركائز بواسطة APC ، إلا أنها غالبًا ما تكون غير كافية ، مما يشير إلى أن الركائز تحتوي على تسلسلات تحلل إضافية غير محددة [36 ، 37]. تحتوي العديد من ركائز APC على تسلسلات تدهور غير متعارف عليها تفتقر إلى أي تشابه واضح في التسلسل [38-45]. من المحتمل أن تحتوي معظم ركائز APC ، إن لم يكن كلها ، على تسلسلات تدهور متعددة ، وبالتالي قد تكون قادرة على تفاعلات متعددة التكافؤ مع مجمع منشط APC.

غالبًا ما توجد متواليات التحلل والليسين المنتشر في مناطق الركيزة التي من المحتمل أن تكون مضطربة. على سبيل المثال ، يسبق مجال ربط Cdk الكروي للأعاصير عمومًا منطقة نهائية أمينية مضطربة تحتوي على متواليات D- و KEN-box الحرجة ، جنبًا إلى جنب مع العديد من اللايسينات. من المحتمل أيضًا أن تمتلك Securin منطقة التعرف على APC المضطربة الطرفية الأمينية المجاورة لمجال وظيفي carboxy-terminal. قد يمنع الفصل بين التدهور والمجالات الوظيفية إشارة التدهور من التدخل في الوظيفة الطبيعية للبروتين ، وبالتالي قد يسهل تطور التدهور التنظيمي. نظرًا لأن التسلسلات غير المطوية عند نهايات البروتينات الأمينية أو الكربوكسيلية مطلوبة من أجل الكشف الفعال والانتقال إلى المسام البروتيازومي للتحلل [46 ، 47] ، فقد تكون هذه المناطق غير المطوية السمة المميزة لجميع أهداف التحلل.

تشترك E2s في مجال أساسي محفوظ لحوالي 150 من الأحماض الأمينية ، بما في ذلك بقايا السيستين المركزية التي يتم فيها إرفاق يوبيكويتين ، تحتوي بعض E2s أيضًا على امتدادات طرفية أمينية أو كربوكسية تضفي خصوصية لوظائفها. يتم شحن E2s مع يوبيكويتين بواسطة إنزيم تنشيط يوبيكويتين E1 (الشكل 2 أ). نظرًا لأن E2s تستخدم نفس واجهة الربط للتفاعل مع كل من E1 و E3 ، يجب أن تنفصل E2s عن E3 لإعادة شحنها باستخدام ubiquitin [48]. معدل دوران E2 سريع جدًا: أثناء في المختبر تجارب الانتشار الشامل ، يمكن لـ APC إضافة ما يصل إلى عشرة أوبيكويتين إلى ركيزة في غضون ثوانٍ (MR-B و MEM ، نتائج غير منشورة).

تحفز ligases البروتين Ubiquitin مثل APC تفاعلين متميزين: ربط اليوبيكويتين بركيزة lysines مختلفة (يطلق عليها monoubiquitination متعددة) ونقل اليوبيكويتين إلى ليسينات معينة على اليوبيكويتين المرفقة سابقًا ، مما يؤدي إلى تكوين سلاسل اليوبيكويتين (التي يطلق عليها polyubiquitin) . يتم تحديد خصوصية اللايسين بشكل أساسي بواسطة E2. في الخميرة ، على سبيل المثال ، يشجع Ubc4 إضافة اليوبيكويتين إلى مادة اللايسين الركيزة ، بينما يحفز Ubc1 انتشار اللايسين 48 (K48) من اليوبيكويتين المرتبط سابقًا ، مما يؤدي إلى سلاسل مرتبطة بـ K48 والتي يتعرف عليها البروتيازوم [49]. التفضيلات المختلفة لهذه E2s تسمح لهم بالتعاون في الجسم الحي، مثل أن Ubc4 يربط اليوبيكويتين الأولي بالركيزة lysines ويمد Ubc1 هذه اليوبيكويتين إلى سلاسل مرتبطة بـ K48. في الفقاريات ، يميل UbcH5 ، مثله مثل Ubc4 ، إلى إنشاء روابط غير محددة مع مادة لايسينات الركيزة [50 ، 51] ، في حين أن E2-25K ، مثل الخميرة Ubc1 ، يولد سلاسل مرتبطة بـ K48 [49 ، 52]. يسمح UbcH10 لـ APC بعمل سلاسل مرتبطة بـ K11 [51].


Raschke ، T. M. ، Kho ، J. & amp Marqusee ، S. تأكيد الطي الهرمي لـ RNase H: دراسة هندسة البروتين. نات. هيكل. بيول. 6, 825–830 (1999).

Kenniston ، J. A. ، Burton ، R. E. ، Siddiqui ، S. M. ، Baker ، T. J. الهيكل. بيول. 146, 130–140 (2004).

Liu، T.، Whitten، S. T. & amp Hilser، V.J. هيكل البروتينات. Funct. جينيه 62, 728–738 (2006).

Martin ، A. ، Baker ، T.A & amp Sauer ، R. T. يعتمد البروتين الذي يتكشف بواسطة AAA + protease على معدلات التحلل المائي ATP ومناظر طاقة الركيزة. نات. هيكل. مول. بيول. 15, 139–145 (2008).

تؤدي التعديلات اللاحقة للترجمة إلى تغييرات كبيرة ولكنها ليست شديدة في بنية البروتين. المعلوماتية الحيوية 28, 2905–2913 (2012).

Swatek، K.N & amp Komander، D. Ubiquitin التعديلات. دقة الخلية. 26, 399–422 (2016).

براكاش ، S. ، تيان ، L. ، راتليف ، K. S. ، Lehotzky ، R.E & amp Matouschek ، A. مطلوب موقع بدء غير منظم من أجل التحلل الفعال بوساطة البروتياز. نات. هيكل. مول. بيول. 11, 830–837 (2004).

Yu، H. & amp Matouschek، A. التعرف على بروتينات العميل بواسطة البروتيازوم. Annu. القس بيوفيس. 46, 149–173 (2017).

هاجاي ، ت. ، آزيا ، أ. ، توث بتروزي ، Á. & amp Levy ، Y. الاضطراب الجوهري في ركائز التواجد. جيه مول. بيول. 412, 319–324 (2011).

جودرز ، دي وآخرون. يتزامن التحلل البروتيني المستقل عن Cdc48 مع انخفاض الحاجة إلى الانتشار في كل مكان. علوم. اعادة عد. 5, 1–8 (2015).

تسوتشيا وآخرون. يكشف تحليل الارتباط من نوع يوبيكويتين في الجسم الحي أن محور Cdc48-Rad23 / Dsk2 يساهم في خصوصية السلسلة المرتبطة بـ K48 للبروتيازوم. مول. زنزانة 66، 488-502.e7 (2017).

Olszewski، M. M.، Williams، C.، Dong، K.C & amp Martin، A. يقوم Cdc48 uncoldase بإعداد ركائز بروتينية مطوية جيدًا للتحلل بواسطة البروتيازوم 26S. كومون. بيول 2, 29 (2019).

Hagai، T. & amp Levy، Y. Ubiquitin لا يخدم فقط كعلامة ولكنه يساعد أيضًا في التحلل عن طريق تحفيز تكشف البروتين. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 107, 2001–2006 (2010).

Gavrilov، Y.، Hagai، T. & amp Levy، Y. غير محدد ولكنه حاسم: يمكن أن يؤثر الانتشار على ديناميكيات الحالة الأصلية للبروتين المعدل. علوم البروتين. 24, 1580–1592 (2015).

Faggiano، S. & amp Pastore، A. التحدي المتمثل في إنتاج بروتينات منتشرة للدراسات الهيكلية. الخلايا 3, 639–656 (2014).

Morimoto، D.، Walinda، E.، Fukada، H.، Sugase، K. & amp Shirakawa، M. يحفز Ubiquitylation مباشرة زعزعة استقرار البروتينات. علوم. اعادة عد. 6, 39453 (2016).

كونديف ، إم دي وآخرون. مستقبلات Ubiquitin مطلوبة لتفعيل الركيزة بوساطة قدرة البروتيازوم على الانكشاف. علوم. اعادة عد. 9, 14506 (2019).

Saeki، Y.، Isono، E. & amp Toh-E، A. تحضير ركائز متواجدة في كل مكان بواسطة طريقة إدخال عزر PY لمراقبة نشاط البروتياز 26S. طرق الانزيم. 399, 215–227 (2005).

Kim ، H. C. ، Steffen ، A. M. ، Oldham ، M. L. ، Chen ، J. & amp Huibregtse ، J.M. هيكل ووظيفة موقع ربط ubiquitin لمجال HECT. ممثل EMBO. 12, 334–341 (2011).

كامادوراي ، هـ.ب. وآخرون. آلية ربط يوبيكويتين وتحديد أولويات ليسين بواسطة HECT E3. eLife 2013, 1–26 (2013).

Khurana ، Ritu ، Hate ، AnitaT. ، Nath ، Utpal & amp Udgaonkar ، J.B. اعتماد درجة الحموضة على استقرار البارستار في التمسخ الكيميائي والحراري. علوم البروتين. 4, 1133–1144 (1995).

مايرز ، جيه ك ، بيس ، سي إن آند شولتز ، جيه إم ديناتورانت قيم م وتغيرات السعة الحرارية: العلاقة بالتغيرات في المساحات السطحية التي يمكن الوصول إليها لتكشف البروتين. علوم البروتين. 4, 2138–2148 (1995).

نولتينج ، ب. وآخرون. مسار طي البروتين بدقة عالية من ميكروثانية إلى ثانية. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 94, 826–830 (1997).

الزيدي ، F. N. ، Nath ، U. & amp Udgaonkar ، J.B. وسيطة متعددة وحالات انتقالية أثناء تكشف البروتين. نات. هيكل. بيول. 4, 1016–1024 (1997).

Park، C. & amp Marqusee، S. فحص حالات الطاقة العالية في البروتينات عن طريق تحلل البروتين. جيه مول. بيول. 343, 1467–1476 (2004).

بارك ، سي. فحص الانكشاف الجزئي العابر في البروتينات عن طريق تحلل البروتينات في الحالة الأصلية.السيرة الذاتية. ديس.3, 117–128.

Bard، J.A M.، Bashore، C.، Dong، K.C & amp Martin، A. يستخدم البروتيازوم 26S بوابة حركية لتحديد أولويات تدهور الركيزة. زنزانة 177، 286–298.e15 (2019).

باشور ، سي وآخرون. يتحكم Ubp6 deubiquitinase في ديناميكيات التوافق وتدهور الركيزة للبروتيازوم 26S. نات. هيكل. مول. بيول. 22, 1–10 (2015).

شوجناكي ، إم وآخرون. الكواشف المتشابكة Polyubiquitin-photoactivatable لرسم خرائط ubiquitin التفاعلية تحدد Rpn1 كوحدة فرعية مرتبطة بـ ubiquitin. تشيم الخلية. بيول. 24، 443-457.e6 (2017).

Lee، C.، Schwartz، M. P.، Prakash، S.، Iwakura، M. & amp Matouschek، A. البروتينات المعتمدة على ATP تحلل ركائزها عن طريق تفكيكها بشكل عملي من إشارة التحلل. مول. زنزانة 7, 627–637 (2001).

توومي ، إي سي وآخرون. يتم بدء معالجة الركيزة بواسطة مجمع Cdc48 ATPase بواسطة ubiquitin تتكشف. علم 365، eaax1033 (2019).

De la Peña، A.H، Goodall، E.A، Gates، S.N، Lander، G.C & amp Martin، A. تُظهر الهياكل البروتينية 26S المتفاعلة تحت الركيزة آليات إزاحة موقع ATP-hydrolysis. علم 362، eaav0725 (2018).

Worden ، E. J. ، Dong ، K.C & amp Martin ، A. مفتاح ميكانيكي يعمل بمحرك AAA في Rpn11 يتحكم في إزالة التكاثر في 26S Proteasome. مول. زنزانة 67، 799-811 هـ 8 (2017).

جرين ، إي آر وآخرون. تتحكم جهات الاتصال الخاصة بقاعدة الغطاء في البروتياز 26S في التبديل المطابق المطلوب لمشاركة الركيزة وتدهورها. eLife 8، https://doi.org/10.1101/687921 (2019).

ريتشارد ، إي إل وآخرون. يتحكم تواجد الركيزة في قدرة التفتح للبروتياز. J. بيول. تشيم. 291، jbc.M116.720151 (2016).

قوه ، كيو وآخرون. يكشف الهيكل في الموقع لمجموعات بولي-GA العصبية C9orf72 عن تجنيد البروتياز. زنزانة 172، 696-705 / 12 (2018).

Komander، D. & amp Rape، M. كود اليوبيكويتين. Annu. القس Biochem. 81, 203–229 (2012).

ساكاموتو ، ك.م وآخرون. Protacs: جزيئات خيمرية تستهدف البروتينات في مجمع مربع Skp1-Cullin-F من أجل الانتشار والتحلل. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 98, 8554–8559 (2001).

Nowak ، R. P. وآخرون. تمنح اللدونة في الارتباط الانتقائية في مقالة تحلل البروتين التي يسببها الترابط. نات. تشيم. بيول. 14, 706–714 (2018).

سميث ، ب. إي وآخرون. خصوصية ركيزة PROTAC التفاضلية التي تمليها اتجاه المجند E3 ligase. نات. كومون. 10, 1–13 (2019).

هوانغ ، إتش تي وآخرون. نهج كيميائي بروتيني للاستعلام عن الكينوم القابل للتحلل باستخدام مزيل التكسير متعدد كيناز. تشيم الخلية. بيول. 25، 88–99 هـ 6 (2018).

بوندسون ، دي.بي وآخرون. دروس في تصميم PROTAC من التدهور الانتقائي برأس حربي مختلط. تشيم الخلية. بيول. 25، 78-87 هـ (2018).

باتي ، س. ، نيكسون ، أ. & أمبير كلارك ، ج. دراسة طي البروتينات متعددة المجالات. HFSP J. 2, 365–377 (2008).

كاريون فاسكيز ، إم وآخرون. يعتمد الاستقرار الميكانيكي لليوبيكويتين على الارتباط. نات. هيكل. بيول. 10, 738–743 (2003).

موريموتو ، دي وآخرون. الدور غير المتوقع لسلاسل البوليوبيكويتين في تكوين الركام الليفي. نات. كومون. 6, 6116 (2015).

Sousa، R. & amp Lafer، E. M. فيزياء السحب الحتمي: نموذج جديد لآلية محرك Hsp70. كثافة العمليات جيه مول. علوم. 20, 2334 (2019).

Freudenthal، B. D.، Gakhar، L.، Ramaswamy، S. & amp Washington، M. نات. هيكل. مول. بيول. 17, 479–484 (2010).

Varadan، R.، Walker، O.، Pickart، C. & amp Fushman، D. الخصائص الهيكلية لسلاسل البوليوبيكويتين في المحلول. جيه مول. بيول. 324, 637–647 (2002).

Eddins ، M.J ، Varadan ، R. ، Fushman ، D. ، Pickart ، C.M & amp Wolberger ، C. دراسات NMR للهيكل البلوري والمحلول لـ Lys48 tetraubiquitin عند درجة الحموضة المحايدة. جيه مول. بيول. 367, 204–211 (2007).

Debelouchina ، G. T. ، Gerecht ، K. & amp Muir ، T.W. يستخدم Ubiquitin رقعة سطحية حمضية لتغيير بنية الكروماتين. نات. تشيم. بيول. 13, 105–110 (2017).

Beckwith، R.، Estrin، E.، Worden، E.J & amp Martin، A. إعادة تشكيل البروتيازوم 26S يكشف عن عدم تناسق وظيفي في AAA + تتكشف. نات. هيكل. مول. بيول. 20, 1164–1172 (2013).

Matyskiela، M. E.، Lander، G.C & amp Martin، A. التحويل التوافقي للبروتيازوم 26S يتيح تدهور الركيزة. نات. هيكل. مول. بيول. 20, 781–788 (2013).

بولارد ، T. D. المنظور التقني MBOC: دليل لفحوصات ربط بسيطة وغنية بالمعلومات. مول. بيول. زنزانة 21, 4061–4067 (2010).


Kerscher، O.، Felberbaum، R. & amp Hochstrasser، M. تعديل البروتينات بواسطة اليوبيكويتين والبروتينات الشبيهة باليوبيكويتين. Annu. القس الخلية ديف. بيول. 22, 159–180 (2006).

أولريش ، د. & amp Walden، H. Ubiquitin في إشارات تكرار الحمض النووي وإصلاحه. نات. القس مول. خلية بيول. 11, 479–489 (2010).

Komander، D. & amp Rape، M. كود اليوبيكويتين. Annu. القس Biochem. 81, 203–229 (2012).

بيكارت ، سي. & amp Eddins، M.J. Ubiquitin: الهياكل والوظائف والآليات. بيوكيم. بيوفيز. اكتا 1695, 55–72 (2004).

توكوناجا ، إف وآخرون. مشاركة بوليوبيكويتيشن خطي من نيمو في تفعيل NF- B. نات. خلية بيول. 11, 123–132 (2009).

سكاليوني ، ك. وآخرون. إن إنزيم يوبيكويتين المترافق (E2) Ube2w يكوِّن الطرف N من الركائز. J. بيول. تشيم. 288, 18784–18788 (2013).

Tatham، M.H.، Plechanovová، A.، Jaffray، E.G.، Salmen، H. & amp Hay، R.T. يقارن Ube2W اليوبيكويتين بمجموعات α-amino من البروتين N-termini. بيوتشيم. ج. 453, 137–145 (2013).

Deshaies ، R.J. & amp Joazeiro، C.A. RING domain E3 ubiquitin ligases. Annu. القس Biochem. 78, 399–434 (2009).

لي ، دبليو وآخرون. يحدد التعليق التوضيحي على مستوى الجينوم والوظيفي لـ E3 ubiquitin ligases البشرية MULAN ، وهو ميتوكوندريا E3 الذي ينظم ديناميكيات العضية وإشاراتها. بلوس واحد 3، e1487 (2008).

Metzger ، M.B. ، Hristova ، V.A. & amp Weissman، A.M. لمحة عن عائلات إصبع HECT و RING من ليغازات يوبيكويتين E3. J. خلية علوم. 125, 531–537 (2012).

Budhidarmo، R.، Nakatani، Y. & amp Day، C.L. RINGs عقد مفتاح نقل ubiquitin. اتجاهات Biochem. علوم. 37, 58–65 (2012).

Huibregtse ، J.M. ، Scheffner ، M. ، Beaudenon ، S. & amp Howley ، P.M. عائلة من البروتينات مرتبطة من الناحية الهيكلية والوظيفية بـ E6-AP ubiquitin-protein ligase. بروك. ناتل. أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 92, 2563–2567 (1995).

وينزل ، د. & amp كليفيت ، R.E. باتباع خيط أريادن: منظور جديد على ليجاسيس RBR يوبيكويتين. بيول بيول. 10, 24 (2012).

فان Wijk ، S.J. & أمبير الموقتات ، H. عائلة إنزيمات يوبيكويتين المقترنة (E2s): الاختيار بين الحياة وموت البروتينات. FASEB J. 24, 981–993 (2010).

Wenzel ، DM ، Stoll ، K.E. & amp كليفيت ، R.E. E2s: اقتصادي هيكليًا ومزدهرًا وظيفيًا. بيوتشيم. ج. 433, 31–42 (2011).

وو ، بي. وآخرون. بقايا حفزية محفوظة في عائلة إنزيم يوبيكويتين المترافق. EMBO J. 22, 5241–5250 (2003).

Berndsen، CE، Wiener، R.، Yu، I.W.، Ringel، A.E. & amp Wolberger، C. الأسباراجين المحفوظ له دور هيكلي في إنزيمات يوبيكويتين المترافقة. نات. تشيم. بيول. 9, 154–156 (2013).

يونس ، أ. & amp ليما ، سي.دي. تنشيط Lysine والتحليل الوظيفي للاقتران بوساطة E2 في مسار SUMO. نات. هيكل. مول. بيول. 13, 491–499 (2006).

Plechanovová ، A. ، جافراي ، E.G. ، Tatham ، M.H. ، Naismith ، J.H. & أمبير هاي ، آر تي. هيكل من RING E3 ligase و ubiquitin محمّل بـ E2 مُعد للحفز. طبيعة سجية 489, 115–120 (2012).

جين ، إل ، ويليامسون ، أ ، بانيرجي ، إس ، فيليب ، آي آند رايب ، إم آلية تشكيل سلسلة يوبيكويتين بواسطة مجمع تعزيز الطور البشري. زنزانة 133, 653–665 (2008).

Wickliffe، K.E.، Lorenz، S.، Wemmer، D.E.، Kuriyan، J. & amp Rape، M. آلية استطالة سلسلة يوبيكويتين الخاصة بالرابط بواسطة وحدة فرعية واحدة E2. زنزانة 144, 769–781 (2011).

ساكاتا ، إي وآخرون. التركيب البلوري لـ UbcH5b ∼ ubiquitin الوسيط: نظرة ثاقبة لتشكيل اتحادات E2 ∼ Ub المجمعة ذاتيًا. بنية 18, 138–147 (2010).

Eddins ، M.J. ، Carlile ، C.M. ، Gomez ، K.M. ، Pickart ، C.M. & amp Wolberger، C. Mms2 – Ubc13 المرتبط تساهميًا بـ يوبيكويتين يكشف الأساس الهيكلي لتشكيل سلسلة بوليوبيكويتين الخاص بالرابط. نات. هيكل. مول. بيول. 13, 915–920 (2006).

ماكينا ، إس وآخرون. نموذج قائم على الرنين المغناطيسي النووي لمركب اقتران اليوبيكويتين البشري المرتبط باليوبيكويتين Mms2.Ubc13: الأساس الهيكلي لتحفيز سلسلة ليسين 63. J. بيول. تشيم. 278, 13151–13158 (2003).

برونيدا ، جيه إن ، ستول ، كيه إي ، بولتون ، إل جي ، برزوفيتش ، بي إس. & amp كليفيت ، R.E. Ubiquitin في الحركة: الدراسات الهيكلية لإنزيم يوبيكويتين المترافق تقريبًا يوبيكويتين المتقارن. الكيمياء الحيوية 50, 1624–1633 (2011).

لوريك ، ك. وآخرون. تتوسط أصابع الخاتم في إنزيم يوبيكويتين المترافق (E2). بروك. ناتل. أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 96, 11364–11369 (1999).

بنتلي ، م. وآخرون. التعرف على UbcH5c والنيوكليوسوم بواسطة مجمع Bmi1 / Ring1b ubiquitin ligase. EMBO J. 30, 3285–3297 (2011).

Dou، H.، Buetow، L.، Sibbet، G.J.، Cameron، K. & amp Huang، D.T. BIRC7 – E2 ubiquitin بنية مقترنة يكشف عن آلية نقل اليوبيكويتين بواسطة RING dimer. نات. هيكل. مول. بيول. 19, 876–883 (2012).

يين ، كيو وآخرون. تفاعل E2 و dimerization في التركيب البلوري لـ TRAF6. نات. هيكل. مول. بيول. 16, 658–666 (2009).

زينج ، ن. ، وانج ، ب. ، جيفري ، P.D. & amp Pavletich ، N.P. هيكل مجمع c-Cbl-UbcH7: وظيفة مجال RING في ligases بروتين يوبيكويتين. زنزانة 102, 533–539 (2000).

Liew، CW، Sun، H.، Hunter، T. & amp Day، C.L. إن تقليل حجم مجال RING ضروري لوظيفة RNF4. بيوتشيم. ج. 431, 23–29 (2010).

Brzovic ، PS ، Rajagopal ، P. ، Hoyt ، D.W. ، King ، M. & amp كليفيت ، R.E. هيكل معقد BRCA1 – BARD1 متغاير الشكل RING – RING. نات. هيكل. بيول. 8, 833–837 (2001).

Buchwald، G. et al. بنية ونشاط E3-ligase لمركب Ring-Ring لبروتينات polycomb Bmi1 و Ring1b. EMBO J. 25, 2465–2474 (2006).

كامبل ، إس جيه. وآخرون. رؤى جزيئية لوظيفة RING finger (RNF) - الذي يحتوي على البروتينات hRNF8 و hRNF168 في Ubc13 / Mms2 المعتمد على وجود كل مكان. J. بيول. تشيم. 287, 23900–23910 (2012).

Ohi ، M.D. ، Vander Kooi ، CW ، Rosenberg ، J.A. ، Chazin ، W.J. & amp Gould ، K.L. رؤى هيكلية في U-box ، وهو مجال مرتبط بالانتشار المتعدد. نات. هيكل. بيول. 10, 250–255 (2003).

Eletr ، Z.M. ، Huang ، D.T. ، Duda ، DM ، Schulman ، B.A. & amp Kuhlman، B. E2 يجب أن تنفصل الإنزيمات المقترنة E2 عن إنزيمات E1 قبل نقل يوبيكويتين المعتمد على E3 ويوبيكويتين. نات. هيكل. مول. بيول. 12, 933–934 (2005).

ليديرد ، ج.ر. ، شولمان ، بكالوريوس. & أمبير هاربر ، ج. بناء وإعادة تشكيل Cullin-RING E3 ubiquitin ligases. ممثل EMBO. 14, 1050–1061 (2013).

سكار ، ج.ر. ، باغان ، ج.ك. & amp Pagano، M. آليات ووظيفة توظيف الركيزة بواسطة بروتينات F-box. نات. القس مول. خلية بيول. 14, 369–381 (2013).

Hibbert ، R.G. ، Huang ، A. ، Boelens ، R. & amp Sixma ، T.K. يعزز E3 ligase Rad18 التعدد الأحادي بدلاً من تشكيل سلسلة يوبيكويتين بواسطة إنزيم E2 Rad6. بروك. ناتل. أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 108, 5590–5595 (2011).

صولجان ، P.D. وآخرون. تكشف هياكل مجال cIAP2 RING عن تغييرات توافقية مرتبطة بتوظيف إنزيم يوبيكويتين المترافق (E2). J. بيول. تشيم. 283, 31633–31640 (2008).

Ozkan، E.، Yu، H. & amp Deisenhofer، J. نظرة ميكانيكية إلى التنشيط الخيفي لإنزيم يوبيكويتين المترافق بواسطة ليغازات يوبيكويتين من نوع RING. بروك. ناتل. أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 102, 18890–18895 (2005).

Plechanovová، A. et al. آلية الانتشار في كل مكان بواسطة RING Ligase RNF4. نات. هيكل. مول. بيول. 18, 1052–1059 (2011).

سبرات ، دي ، وو ، ك ، كوفاسيف ، ج. ، بان ، زد ك. & amp Shaw، G.S. التوظيف الانتقائي لمركب E2 ∼ ubiquitin بواسطة E3 ubiquitin ligase. J. بيول. تشيم. 287, 17374–17385 (2012).

Dou، H. et al. الأساس الهيكلي للتثبيط الذاتي والتفعيل المعتمد على الفسفرة لـ c-Cbl. نات. هيكل. مول. بيول. 19, 184–192 (2012).

ريفرتر ، دي أند أمب ليما ، سي.دي. تم الكشف عن نظرة ثاقبة لنشاط E3 ligase بواسطة مجمع SUMO - RanGAP1 - Ubc9 - Nup358. طبيعة سجية 435, 687–692 (2005).

برونيدا ، ج. وآخرون. يكشف هيكل مجمع E3: E2 ∼ Ub عن آلية خيفية مشتركة بين Ligases RING / U-box. مول. زنزانة 47, 933–942 (2012).

برويس ، تي سي. & amp Pandit، UK نماذج داخل الجزيئات تصور الأهمية الحركية لـ "الملاءمة" في التحفيز الإنزيمي. بروك. ناتل. أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 46, 402–404 (1960).

جينكس ، دبليو بي. التحفيز في الكيمياء وعلم الانزيمات (دوفر ، نيويورك ، 1987).

Saha، A.، Lewis، S.، Kleiger، G.، Kuhlman، B. & amp Deshaies، R.J. الدور الأساسي لتفاعل إنزيم يوبيكويتين-يوبيكويتين المترافق في تصريف يوبيكويتين من cdc34 إلى الركيزة. مول. زنزانة 42, 75–83 (2011).

داس ، ر. وآخرون. التنشيط الخيفي للتواجد في كل مكان بوساطة الإصبع E2-RING بواسطة منطقة ربط E2 محددة هيكليًا لـ gp78. مول. زنزانة 34, 674–685 (2009).

Brzovic، PS، Lissounov، A.، Christensen، D.E.، Hoyt، D.W. & amp كليفيت ، R.E.A. المركب غير التساهمي UbcH5 / ubiquitin مطلوب من أجل التواجد المعالجي الموجه لـ BRCA1. مول. زنزانة 21, 873–880 (2006).

داس ، ر. وآخرون. يعزز التنظيم الخيفي لتفاعلات E2: E3 آلة التواجد التصنيعي. EMBO J. 32, 2504–2516 (2013).

نوتنبوم ، ف.آخرون. التوصيف الوظيفي لمجالات Rad18 لـ Rad6 و ubiquitin وربط الحمض النووي وتعديل PCNA. الدقة الأحماض النووية. 35, 5819–5830 (2007).

ميتزجر ، م. وآخرون. ينشط مجال ربط E2 الفريد من الناحية الهيكلية التواجد في كل مكان بواسطة ERAD E2 ، Ubc7p ، من خلال آليات متعددة. مول. زنزانة 50, 516–527 (2013).

هوانغ ، ل. وآخرون. هيكل مركب E6AP-UbcH7: نظرة ثاقبة على الانتشار من خلال سلسلة إنزيم E2 – E3. علم 286, 1321–1326 (1999).

فيرديسيا ، ماجستير وآخرون. تعتمد المرونة التوافقية على ربط يوبيكويتين بوساطة مجال WWP1 HECT E3 ligase. مول. زنزانة 11, 249–259 (2003).

كامادوراي ، هـ. وآخرون. نظرة ثاقبة على شلالات نقل اليوبيكويتين من هيكل مجمع UbcH5B ∼ ubiquitin-HECT (NEDD4L). مول. زنزانة 36, 1095–1102 (2009).

كامادوراي ، هـ. وآخرون. آلية ربط يوبيكويتين وتحديد أولويات ليسين بواسطة HECT E3. إليفي 2، e00828 (2013).

ماسبيرو ، إي وآخرون. يكشف هيكل مركب HECT ligase المحمّل باليوبيكويتين عن الأساس الجزيئي للتحفيز التحفيزي. نات. هيكل. مول. بيول. 20, 696–701 (2013).

Ronchi، V.P.، Klein، J.M. & amp Haas، A.L. E6AP / UBE3A ubiquitin ligase يؤوي موقعين من E2 ∼ ubiquitin للترابط. J. بيول. تشيم. 288, 10349–10360 (2013).

كيم ، إتش. & amp Huibregtse ، J.M. Polyubiquitination بواسطة HECT E3s ومحددات خصوصية نوع السلسلة. مول. زنزانة. بيول. 29, 3307–3318 (2009).

Aguilera، M.، Oliveros، M.، Martinez-Padron، M.، Barbas، J.A. & amp Ferrus ، A. Ariadne-1: عنصر حيوي ذبابة الفاكهة الجين مطلوب في التطور ويحدد عائلة جديدة محفوظة من بروتينات البنصر. علم الوراثة 155, 1231–1244 (2000).

داوسون ، ت. & amp Dawson ، V.L. دور باركين في مرض باركنسون العائلي والمتقطع. موف. ديسورد. 25، S32 – S39 (2010).

Wenzel ، D.M. ، Lissounov ، A. ، Brzovic ، P. & amp كليفيت ، R.E. يكشف ملف تفاعل UBCH7 عن باركين وهاري ليكونا هجينين RING / HECT. طبيعة سجية 474, 105–108 (2011).

دودا ، د. وآخرون. هيكل HHARI ، وهو RING-IBR-RING ubiquitin ligase: تثبيط ذاتي لعائلة Ariadne E3 وإلقاء نظرة ثاقبة على آلية الربط. بنية 21, 1030–1041 (2013).

رايلي ، ب. وآخرون. يكشف هيكل ووظيفة Parkin E3 ubiquitin ligase عن جوانب RING و HECT ligases. نات. كومون. 4, 1982 (2013).

تريمب ، جيه إف وآخرون. يكشف هيكل باركين عن آليات تنشيط يوبيكويتين ليجاس. علم 340, 1451–1455 (2013).

Wauer، T. & amp Komander، D. هيكل المجال البشري باركين ليجاس في حالة منع ذاتي. EMBO J. 32, 2099–2112 (2013).

Stieglitz، B. et al. الأساس الهيكلي للاقتران الخاص بالليغاز لسلاسل يوبيكويتين الخطية بواسطة HOIP. طبيعة سجية 503, 422–426 (2013).

كيريساكو ، ت. وآخرون. يجمع مركب ubiquitin ligase سلاسل بوليوبيكويتين خطية. EMBO J. 25, 4877–4887 (2006).

شوجول ، ف. وآخرون. التنظيم الذاتي لنشاط باركين من خلال مجاله الشبيه باليوبيكويتين. EMBO J. 30, 2853–2867 (2011).

بورشيل ، إل ، شوجولي ، ف.ك. & amp Walden، H. تعمل العلامات الطرفية الصغيرة N على تنشيط نشاط Parkin E3 ubiquitin ligase من خلال تعطيل شكله المحظور تلقائيًا. بلوس واحد 7، e34748 (2012).

Cookson ، M.R. باركنسون بسبب الطفرات في PINK1 ، و Parkin ، و DJ-1 والإجهاد التأكسدي ومسارات الميتوكوندريا. كولد سبرينج حرب. وجهة نظر. ميد. 2، a009415 (2012).

Hofmann، K. & amp Bucher، P. مجال UBA: نموذج تسلسلي موجود في فئات إنزيم متعددة لمسار التواجد. اتجاهات Biochem. علوم. 21, 172–173 (1996).

والدن ، H. & amp Martinez-Torres ، R.J. تنظيم نشاط باركين E3 يوبيكويتين ليجاس. زنزانة. مول. علوم الحياة. 69, 3053–3067 (2012).

Komander ، D. ، Clague ، M.J. & amp Urbe ، S. كسر السلاسل: هيكل ووظيفة deubiquitinases. نات. القس مول. خلية بيول. 10, 550–563 (2009).

سميت ، ج. وآخرون. يحدد E3 ligase HOIP مجموعة سلسلة ubiquitin الخطية من خلال مجال RING-IBR-RING وامتداد LDD الفريد. EMBO J. 31, 3833–3844 (2012).

Stieglitz، B.، Morris-Davies، AC، Koliopoulos، M.G.، Christodoulou، E. & amp Rittinger، K. LUBAC تقوم بتجميع سلاسل يوبيكويتين الخطية عبر وسيط thioester. ممثل EMBO. 13, 840–846 (2012).

سميت ، ج. وآخرون. تعتمد الخصوصية المستهدفة لـ E3 ligase LUBAC لـ ubiquitin و NEMO على متطلبات الحد الأدنى المختلفة. J. بيول. تشيم. 288, 31728–31737 (2013).

Vijay-Kumar، S.، Bugg، CE & amp Cook، W.J. هيكل يوبيكويتين مكرر بدقة 1.8. جيه مول. بيول. 194, 531–544 (1987).

كوماندر ، د. وآخرون. التمييز الجزيئي لسلاسل البوليوبيكويتين الخطية والمرتبطة بـ Lys 63 المكافئة هيكليًا. ممثل EMBO. 10, 466–473 (2009).

Datta, A.B., Hura, G.L. & Wolberger, C. The structure and conformation of Lys63-linked tetraubiquitin. جيه مول. بيول. 392, 1117–1124 (2009).

Cook, W.J., Jeffrey, L.C., Carson, M., Chen, Z. & Pickart, C.M. Structure of a diubiquitin conjugate and a model for interaction with ubiquitin conjugating enzyme (E2). J. بيول. تشيم. 267, 16467–16471 (1992).

Wu, G. et al. Structure of a β-TrCP1-Skp1-β-catenin complex. مول. زنزانة 11, 1445–1456 (2003).

Zheng, N. et al. Structure of the Cul1–Rbx1–Skp1–F box Skp2 SCF ubiquitin ligase complex. طبيعة سجية 416, 703–709 (2002).

Duda, D.M. وآخرون. Structural insights into NEDD8 activation of cullin-RING ligases: conformational control of conjugation. زنزانة 134, 995–1006 (2008).


مناقشة

Previously, we have shown that KLHL12 interacts with the polymorphic repeats of the D4R and enhances its ubiquitination [8] but this has no influence on receptor degradation [31]. In the present study we investigated which specific residues of the D4R are ubiquitinated by the KLHL12-Cullin3 E3 ligase complex. In the whole sequence of D4R there are only four lysine residues and all of them can potentially serve as ubiquitin binding sites as they are localized in the intracellular domains of the receptor. Using a site-directed mutagenesis approach each lysine was separately mutated to arginine. Next, sequential double IP experiments demonstrated that all four mutants are ubiquitinated and overexpression of KLHL12 increases their ubiquitination level ( Fig 2 ). This suggests that ubiquitination occurs on multiple lysines or that the ubiquitination system is flexible and when the most preferred ubiquitin binding site is unavailable it can ubiquitinate another available lysine. Next, we created the quadruple mutant HA D4.2 4KRR in which all four lysines were mutated to arginines. This mutant should be unable to undergo lysine-mediated ubiquitination. Surprisingly, we could still detect basal ubiquitination of this mutated receptor and upon co-expression of KLHL12 an increase in its ubiquitination was visualized ( Fig 3 ). This finding encouraged us to search for other possible ubiquitination sites in the D4R. Ubiquitination on non-lysine residues is still a poorly studied phenomenon and until now ubiquitination on the N-terminus [11�, 40], cysteine [14�], serine and threonine [17�] residues was described, but it has only been suggested once for a GPCR unfortunately without characterizing the precise amino acid residue [32]. In our study we investigated the possibility of ubiquitin binding to cysteine, serine and threonine residues within the intracellular domains of the D4R. One of the most common approaches to verify ubiquitination on a non-lysine residue is a chemical cleavage of ubiquitin [38]. Ubiquitin attached to a lysine residue forms an isopeptide bond which is very stable, whereas a thioester bond connecting ubiquitin with cysteine can be destroyed during treatment with a highly reducing agent e.g. a high concentration of DTT [15, 16, 36]. Our results clearly indicate that upon treatment with a very high concentration of DTT the ubiquitination signal detected after the second IP is significantly reduced for both WT D4.2R and D4.2 4KRR, suggesting ubiquitination on cysteine residues ( Fig 4 ).

Next, we examined the possibility of ubiquitination on serine and/or threonine residues. When ubiquitin is attached to a serine or threonine residue an oxyester bond is formed which is susceptible for cleavage in a strong alkaline environment [36, 37]. We have performed a ubiquitination assay in which, after the first IP, the samples were treated with NaOH and after the second IP a strong decrease in ubiquitination signal was observed ( Fig 5A ). These results thus suggest that D4R ubiquitination on cysteine, serine and/or threonine residues can be promoted by KLHL12. It is, however, not possible to say which residues are the most preferred for KLHL12-induced ubiquitination as quantification of the results from multiple independent experiments indicates a comparable decrease in ubiquitination levels for both types of treatments ( Fig 5B� ). The decrease is more explicit when Etag KLHL12 is co-expressed which suggests that during KLHL12-promoted ubiquitination more non-lysine residues in the D4R are ubiquitinated compared to the basally ubiquitinated receptor. This decrease is even more striking in case of the D4.2 4KRR mutant in which no lysine residues are available. This indicates that in the WT receptor KLHL12 promotes ubiquitination on lysine and non-lysine residues and in the D4.2 4KRR mutant, in which lysines are not available, only non-lysine residues are ubiquitinated. The fact that in all experiments we detect an overall lower ubiquitination signal from D4.2 4KRR ( Fig 5F ) compared to WT D4.2R further supports the hypothesis about the involvement of lysine residues in KLHL12-mediated ubiquitination of D4R. To exclude the possibility that the alkaline treatment affects amide bonds which are normally formed between ubiquitin and lysine residues we have also checked the influence of NaOH on ubiquitination of other GPCRs for which lysines were described as ubiquitin binding sites. We have used the CXCR4 receptor for which three lysines in the C-terminal tail were shown to be critical for receptor ubiquitination [26]. As a second receptor we used the β2AR for which lysines in the third intracellular loop and in the C-terminal tail were presented to be important for ubiquitination and subsequent lysosomal degradation [28]. In this control experiment (S3 Fig), we have seen again a very strong effect of NaOH treatment on basal and KLHL12-induced ubiquitination of D4.2R and no effect on CXCR4 and β2AR ubiquitination. This result allows us to conclude that the conditions used for alkaline treatment are not affecting amide bonds which are formed during the typical lysine-linked ubiquitination process. Most papers that study ubiquitination on non-lysine residues identified several different residues as possible ubiquitination sites. Some of them are most preferred by the ubiquitination machinery but when those are not available ubiquitin can bind to other amino acids. Such situation was described for example for NS-1 nonsecreted immunoglobulin light chain (NS-1 LC) which is predominantly ubiquitinated on serine/threonine residues but when these amino acids were mutated then lysine residues could serve as ubiquitin-binding sites. Mutation of all three types of amino acids (serines, threonines and lysines) was required to efficiently reduce ubiquitination and stabilize the NS-1 LC [37]. Another example represents the T-cell antigen receptor α-chain (TCRα) for which mutation of two conserved serine residues to alanines in the cytosolic tail inhibited significantly receptor ubiquitination. However, when serine residues were replaced with lysine, cysteine or threonine residues the protein was still ubiquitinated [17]. Our findings seem to be in agreement with this previously described phenomenon showing that the ubiquitination machinery is a very flexible system and can easily change from one to another ubiquitination site if necessary.

To obtain a direct proof of ubiquitination on a non-lysine residue we decided to perform mass spectrometry (MS) analysis. Detection of ubiquitination by MS is possible due to the di-glycine remnant that remains attached to the ubiquitinated residue after tryptic digestion [41]. We have performed MS/MS analysis using a Fourier transform mass spectrometer but no ubiquitination was detected. Unfortunately, during tryptic digestion D4R is cut to single amino acid or very large fragments making it very hard to analyze. The computational prediction of cleavage of D4R with other enzymes, commonly used to prepare samples for MS analysis, did not suggest any good alternative to trypsine that could resolve this problem. According to our knowledge non-conventional ubiquitination was never proved with MS analysis probably due to the labile nature of thio-/oxy-ester bonds which are formed between ubiquitin and non-lysine residues. So far, only one study described the use of a novel peptide-based SILAC method to identify non-conventional ubiquitination of T-cell receptor α [42]. The authors could identify modified peptide which did not contain lysine in its sequence, however, they were unable to pinpoint the specific residue that undergoes ubiquitination.

Therefore, it is not very surprising that the detection of ubiquitination of D4R with MS/MS was not successful.

However, and most importantly, all the obtained data allow us to conclude that KLHL12 can promote ubiquitination of D4R on non-lysine residues and that ubiquitination on cysteine, serine and/or threonine is possible. The functional role of this non-lysine ubiquitination is hard to study because it would require the creation of a receptor with all possible ubiquitination sites mutated. Mutation of all intracellular cysteines, serines and threonines increases the chances of disrupted protein folding and it can also interfere with other posttranslational modifications. GPCRs are tightly regulated by phosphorylation which mainly occurs on serine and threonine residues and also by palmitoylation on cysteine residues (conserved cysteines located on the C-terminus of many GPCR) and also D4R shows these posttranslational modifications. Additionally, this can also inhibit binding of some interacting proteins, e.g. β-arrestins for which often phosphorylation of the receptor is required and which also play a critical role in the regulation of GPCR signaling. Therefore, mutation of all of these residues increases the possibility of creating of a mutant with completely different signaling properties compared to the wild type receptor. In most of the examples of non-lysine ubiquitination, which were described up to now, this modification seems to serve as a signal for protein degradation [14, 17�, 21]. Only in the case of Pex5p receptor (cytosolic receptor for peroxisome matrix proteins) ubiquitination of conserved cysteine 11 was shown to be involved in regulation of the recycling of the receptor form the peroxisomes to cytosol [15]. To the best of our knowledge, ubiquitination of the non-lysine residue was suggested only once for a GPCR. The group of Shenoy has shown that β2AR is probably ubiquitinated on a non-lysine residue in response to the treatment with an antagonist, carvedilol, as they could still detect ubiquitination of the β2AR in which lysines were mutated. Interestingly, the same mutant was not ubiquitinated upon agonist, isoproterenol, treatment. Carvedilol-promoted ubiquitination is mediated by a completely different E3 ubiquitin ligase which is not involved in the, already well defined, lysine-mediated ubiquitination of β2AR. However, both types of ubiquitination lead to endocytosis and lysosomal sorting of the receptor [32].

In the second part of our study we investigated the ubiquitination status of the three most common D4R polymorphic variants. First, the interaction of KLHL12 with these variants was examined. After IP of HA-tagged receptors co-precipitation of Etag KLHL12 with D4.2R, D4.4R and D4.7R was detected ( Fig 6 ). As a negative control we used D4.0R which is an artificial receptor variant lacking the polymorphic repeats. Next, a double sequential IP was performed to investigate the ubiquitination status of the different polymorphic variants. Ubiquitination of D4.2R and D4.4R was clearly increased when Etag KLHL12 was co-expressed, but surprisingly we hardly observed increased D4.7R ubiquitination ( Fig 7A and 7B ), although this receptor variant is still able to form a complex with KLHL12 and Cullin3 ( Fig 8 ). The differential ubiquitination pattern of the D4.7R, compared to the other D4R variants, is highly interesting as until now there is hardly evidence for pharmacological differences between this variant and the other receptor variants [43�], although behavioral research showed that the D4.7R is linked with a predisposition to develop ADHD [6], and also its association with increased sexual behavior, alcohol and cigarette craving was suggested. The functional role of differential KLHL12-mediated ubiquitination of the D4R is still under investigation. This finding opens a lot of new questions for future research on the possible role of ubiquitination in receptor signaling and suggests that ubiquitination can regulate GPCRs in a much more complicated way than previously expected.


الملخص

Ubiquitin (Ub)-conjugating enzymes (E2s) and ubiquitin ligases (E3s) catalyze the attachment of Ub to lysine residues in substrates and Ub during monoubiquitination and polyubiquitination. Lysine selection is important for the generation of diverse substrate-Ub structures, which provides versatility to this pathway in the targeting of proteins to different fates. The mechanisms of lysine selection remain poorly understood, with previous studies suggesting that the ubiquitination site(s) is selected by the E2/E3-mediated positioning of a lysine(s) toward the E2/E3 active site. By studying the polyubiquitination of Sic1 by the E2 protein Cdc34 and the RING E3 Skp1/Cul1/F-box (SCF) protein, we now demonstrate that in addition to E2/E3-mediated positioning, proximal amino acids surrounding the lysine residues in Sic1 and Ub are critical for ubiquitination. This mechanism is linked to key residues composing the catalytic core of Cdc34 and independent of SCF. Changes to these core residues altered the lysine preference of Cdc34 and specified whether this enzyme monoubiquitinated or polyubiquitinated Sic1. These new findings indicate that compatibility between amino acids surrounding acceptor lysine residues and key amino acids in the catalytic core of ubiquitin-conjugating enzymes is an important mechanism for lysine selection during ubiquitination.

Protein ubiquitination plays a fundamental role in most cellular processes and involves three classes of enzymes (22). First, the 8-kDa protein ubiquitin (Ub) forms a thioester bond with the E1 Ub-activating enzyme. Ub is then transferred from E1 to the active-site cysteine of E2. Finally, E2s in conjunction with an E3 transfer Ub to a substrate lysine to form an isopeptide bond. E3 ligases are important for substrate recognition, and two major families exist. The RING (really interesting new gene) finger E3s, which lack catalytic activity, recruit the substrate and E2 into one complex to facilitate ubiquitination (19). Catalytic HECT (homologous to E6-AP carboxyl terminus) E3s accept Ub from E2 via a catalytic cysteine and then transfer Ub to a substrate lysine (22). The versatility of Ub in regulating different processes derives from its ability to be conjugated as a monomer (monoubiquitination) or polymer (polyubiquitination) to substrate lysines. Since Ub contains seven lysines, polyubiquitination can generate chains with different topologies (18). Monoubiquitination can regulate DNA repair, viral budding, trafficking, and gene expression (17). Polyubiquitination through Ub K11, K29, or K48 results in proteasomal degradation, while K63-linked Ub chains function in kinase activation, DNA damage tolerance, signal transduction, and endocytosis (17). In RING E3s the mode of ubiquitination (mono- or polymeric) and Ub linkage specificity are determined by E2, while HECT E3s specify the mode of ubiquitination with this family (11, 12).

The mechanisms that control mono- or polyubiquitination, chain topology, and lysine selection are poorly understood. Insights into this area have come from studies of the RING E3 ligase Skp1-Cdc53/cullin F-box (SCF) protein and its cognate E2, Cdc34, (19). One critical substrate of the budding yeast SCF Cdc4 /Cdc34 complex (superscript indicates the F-box protein) is Sic1. Sic1 is an inhibitor of the cyclin-dependent kinase (CDK) Cdc28 (29), containing a CDK-inhibitory domain within its C-terminal 70 amino acids (9). في خميرة الخميرة، جي1-S-phase cell cycle progression depends on the SCF Cdc4 /Cdc34-mediated polyubiquitination of Sic1 on at least one of the six N-terminal lysine residues (K32, K36, K50, K53, K84, and K88) via K48-linked Ub chains, leading to its proteasomal degradation (9, 20). A Sic1 mutant missing these six lysines is still ubiquitinated on the remaining 14 lysines في المختبر but is not degraded and is stable في الجسم الحي, leading to cell cycle arrest (20).

While a Ub chain on any one of six Sic1 N-terminal lysines sustains proteolysis, the turnover rates vary by 5-fold between the K36 and K84 sites, indicating that the context of the Ub chain is important (20). How SCF Cdc4 /Cdc34 ubiquitinates different Sic1 lysines and whether a lysine preference exists are poorly understood, but a “positioning model” has been proposed, where E3 positions substrate lysines favorably for the attack of the E2∼Ub thioester bond (19, 37). Previous studies suggested that the number of substrate ubiquitination sites correlates with the number of its F-box protein binding sites (8, 33, 37). For example, the ubiquitination of β-catenin and I㮫α is directed by a single high-affinity F-box protein binding site, and changes to the distance between the binding site and the lysine affect catalysis by 𢏂-fold (37). The phosphorylation of Sic1 on multiple CDK sites at the N terminus generates several low-affinity Cdc4 binding sites that dynamically bind Sic1 to the single site of Cdc4 in various geometries, leading to ubiquitination on numerous lysines. The directed binding of Sic1 to Cdc4 through a single artificial high-affinity binding site at the extreme N terminus confines efficient ubiquitination to lysines K84 and K88 (33). Sic1 lysine selection flexibility may also be achieved by the dimerization of the RING E3/E2 complex (8, 33). In addition, the neddylation of the cullin subunit induces conformational variation to the E2, enhances the recruitment of E2 to SCF, and brings substrate lysines toward the Cdc34∼Ub thioester to accommodate the ubiquitination of different lysines (6, 25). Lysine selection flexibility may also be achieved by the release of the ubiquitin-charged Cdc34∼Ub from SCF to transfer Ub to different substrate lysines, as proposed by the “hit-and-run” hypothesis (5). Apart from higher-order structures contributing to lysine selection flexibility, studies with the human anaphase-promoting complex (APC/C) RING E3 and its E2, UbcH10, have identified a sequence motif adjacent to acceptor lysines, termed the TEK box, which is important for lysine selection (11).

Similar to the E3-mediated positioning of substrate lysines, structural aspects of E2s position Ub lysines to generate Ub chains of different topologies by RING E3/E2 complexes (11, 12). Structural studies of Mms2/Ubc13-Ub demonstrate that this complex assembles so that K63 of Ub is positioned proximal to the Ubc13-Ub thioester bond during Ub chain formation (35). Similarly, Cdc34 dimerization, a noncovalent Ub binding domain (UBD), and structural constraints such as an acidic loop region were suggested previously to position K48 of Ub for the attack of the Cdc34∼Ub thioester bond (21, 36). However, E2s such as human UbcH5 utilize all Ub lysines but display a preference for K11, K48, and K63, indicating less structural constraint and that other mechanisms contribute to Ub lysine preference (12).

To further elucidate the mechanisms of lysine specificity, we assessed the SCF Cdc4 /Cdc34-mediated ubiquitination of Sic1's N-terminal lysines and K48 in Ub. SCF Cdc4 /Cdc34 displayed a strong preference for Sic1 K53. Changes to proximal amino acids regulated the rate of ubiquitination in Sic1 and K48 of Ub. This was linked to key residues composing the catalytic core of Cdc34. The mutation of these core sites differentially affected Cdc34 preference toward lysines on Sic1 or Ub K48. Our studies demonstrate that in addition to the importance of the SCF/Cdc34-mediated positioning of lysines, efficient catalysis is dependent on residues surrounding ubiquitinated lysines and their compatibility with the Cdc34 catalytic core residues. We propose that this compatibility is an important mechanism for lysine selectivity during ubiquitination.


Ubiquitin Specific Peptidase 16

Normal Function and Disease Involvement

Histone ubiquitination occurs primarily on histone H2A and H2B with ubiquitination levels between 5–15% and 0.1–1% for histone H2A and H2B respectively [29,30] . Histone H2A is ubiquitinated by Polycomb Repressive Complex 1 catalytic subunit Ring1b [31–33] . H2A ubiquitination is strongly associated with gene repression. Usp16 opposes the activity of Ring1b by removing ubiquitin from H2A lysine 119 [10] . Histone H2A deubiquitination has been shown to play pivotal roles in cell cycle progression, gene expression and DNA damage response [5,10,11] .

Early work demonstrated a requirement for Usp16 deubiquitinase activity during mitosis. A catalytically inactive Usp16 mutant was found to coat mitotic chromosomes and block cell cycle progression [5] . Subsequently, it was discovered that Usp16 H2A deubiquitination is required for the Aurora B catalyzed Ser-10 phosphorylation of H3 [10] . The phosphorylation status of Usp16 changes sequentially during cell cycle progression, possibly through the activity of cdc-2/cyclin B [5] . Although changes in phosphorylation state have not been associated with altered deubiquitinase activity في المختبر, the phosphorylation state of Usp16 may control its cellular localization, oligomerization state, or may serve as a docking site for associating proteins.

Characterizations of the H2A ubiquitin ligase Ring1b established the importance of H2A ubiquitination for Hox gene repression and X chromosome inactivation [31–33] . Usp16 mediated H2A deubiquitination is required for Hox gene expression [10] . Developmental studies in X. laevis demonstrate that Usp16 catalyzed H2A deubiquitination of Hox genes is required for proper Hox gene expression and posterior body patterning [10] .

Recapitulating its role in gene expression, Usp16 also reverses the ubiquitin H2A stimulated transcriptional repression that occurs during DNA damage response [11] . Following DNA damage, H2A is rapidly ubiquitinated for several hundred kilobases from the site of damage. The ubiquitination of H2A following DNA damage is associated with transcriptional silencing and is required for the recruitment of DNA damage repair proteins [34,35] . Usp16 participates in the restoration of normal gene expression following damage repair by deubiquitinating H2A [11] .

Recent characterization of the genome and epigenome of human breast tumors and leukemias has revealed that Usp16 is consistently downregulated in cancer cells. In addition to the genetic changes which initiate cancer, general epigenetic misregulation is common in tumors, including epigenetic silencing of tumor suppressors and activation of oncogenes. It is theorized that Usp16 downregulation could be associated with stable gene silencing following DNA damage [11] . Alternatively, Usp16 downregulation may influence global gene expression levels. Additionally, genetic inversions involving Usp16 and RUNX1 (a key regulator of hematopoiesis) have been observed in chronic myelomonocytic leukemias. The inversion results in the partial deletion of Usp16 and Runx1 and the creation of a new Usp16-Runx1 fusion protein [36] . The pathogenic potential of Usp16 downregulation and deletions has not been thoroughly explored.


الملخص

Endocytosis and targeting of growth factor receptors for lysosomal degradation have been associated with ubiquitination of the intracellular part of the receptors. To elucidate the role of receptor ubiquitination in internalization and sorting of fibroblast growth factor receptor (FGFR), we constructed several mutants of FGFR1 in which lysines, potential ubiquitination sites, were substituted for arginines. Substitution of all lysine residues in the intracellular part of FGFR1 resulted in inactivation of the tyrosine kinase domain of the receptor. However, several multilysine FGFR1 mutants, where up to 26 of 29 lysines in the intracellular part of the receptor were mutated, retained tyrosine kinase activity. The active multilysine mutants were poorly ubiquitinated, but internalized normally, indicating that ubiquitination of the receptor is not required for endocytosis. In contrast, degradation of the multilysine mutants was dramatically reduced as the mutants were inefficiently transported to lysosomes but rather sorted to recycling endosomes. The altered sorting resulted in sustained signaling. The duration of FGFR1 signaling seems to be tightly regulated by receptor ubiquitination and subsequent sorting to the lysosomes for degradation.


Additional Information

رموز الانضمام: Coordinates and structure factors have been deposited in the RCSB protein data bank (PDB) under accession codes: 5KTY (hMiro1-BC_Ca 2+ ), 5KU1 (hMiro1-BC_GDP), 5KSZ (hMiro1-BC_GMPPCP), 5KSP (hMiro1-C C2221), 5KSY (hMiro1-C P41212), 5KSO (hMiro1-C P3121), 5KUT (hMiro2-C).

How to cite this article: Klosowiak, J. L. وآخرون. Structural insights into Parkin substrate lysine targeting from minimal Miro substrates. علوم. اعادة عد. 6, 33019 doi: 10.1038/srep33019 (2016).


شاهد الفيديو: Видео обзор Лизин - аминокислота от студии спортивного питания Мыло Опт (يونيو 2022).


تعليقات:

  1. Brashura

    أنت شخص موهوب جدا

  2. Priour

    ليس من الواضح بالنسبة لي.

  3. Da'ud

    بشكل رائع ، إنها معلومات قيمة للغاية

  4. Kingswell

    اختيار جيد. أول سوبر. سأقدم الدعم.

  5. Osbeorht

    أوه. لقد ذهبت صرخة الرعب بالفعل.



اكتب رسالة